In questa scheda vedremo, in maniera sintetica, i principali punti riguardanti la fertilizzazione, in acquario, con ferro.

A cosa serve il ferro per le piante?

Il ferro è uno dei diciassette elementi nutritivi essenziali per le piante.
Il suo ruolo è quindi fondamentale per la crescita delle piante e, senza ferro, la pianta non può crescere.

Il ferro è necessario, per le piante, per la produzione delle clorofille.
In particolare, il ferro viene usato in vari enzimi e sostanze necessarie per la sintesi delle clorofille.

Ad esempio, il ferro viene usato nel sito attivo dell’enzima glutammil-tRNA reduttasi, necessario per la formazione di sostanze indispensabili (precursori) per la produzione delle clorofille, come l’acido 5-amminolevulinico.

Il ferro, inoltre, è un componente dei citocromi (proteine che consentono di utilizzare l’ossigeno all’interno delle cellule), che trasportano elettroni da un livello di energia alto a uno basso.

Il ferro, infatti, ha la proprietà di cambiare facilmente stato di ossidazione, passando da Fe²⁺ a Fe³⁺ e viceversa, cosa molto utile quando si tratta di trasportare elettroni (e quindi energia).

Dinamica del ferro

Il ferro ha comunemente due stati di ossidazione, Fe²⁺ e Fe³⁺, come abbiamo appena visto. Ne esistono anche altri (Fe⁴⁺, Fe⁶⁺ etc), ma per i nostri scopi ci interessano i primi due.

Nel dettaglio, abbiamo (usando la nomenclatura comune, anche se obsoleta):

• ferro ferroso, ovvero ione con due cariche positive, indicato con Fe²⁺ o Fe(II), relativamente raro poiché ossida facilmente a Fe³⁺;
  • detto anche ferro solubile, ferro ridotto, ferro bivalente o ferro bianco.
• ferro ferrico, ovvero ione con tre cariche positive, indicato con Fe³⁺ o Fe(III), molto comune (ad esempio, la normalissima ruggine è ossido ferrico, Fe₂O₃);
  • detto anche ferro insolubile, ferro ossidato, ferro trivalente o ferro nero.

Le piante possono utilizzare entrambi i tipi di ferro; tuttavia devono spendere maggiore energia per assorbire il ferro nello stato Fe³⁺.

Una volta assorbito il ferro, la pianta lo trasporta all’interno dei suoi tessuti, tenendolo sempre “isolato” a causa della sua reattività.
Ad esempio, la proteina ferritina tiene isolati gli atomi di ferro: 24 subunità di ferritina formano una sfera cava al cui interno ci possono stare, in sicurezza, fino a 4500 atomi di ferro [2].

Le piante possono,  quindi, accumulare buone quantità di ferro, nello stelo e negli altri tessuti, potendo essere la disponibilità di ferro incostante, in natura.

Carenza di ferro

La carenza di ferro si manifesta solitamente come clorosi.
La clorosi è, sostanzialmente, la mancanza di sufficiente clorofilla nelle foglie, cosa che provoca un ingiallimento o un colore verde molto chiaro delle stesse. Talvolta possono essere presenti sfumature violacee che poi sbiancano.
Le venature, invece, rimangono verde scuro (non sbiancano, a meno di gravi carenze protratte nel tempo).

Se la clorosi è avanzata, le foglie possono crescere di dimensioni più piccole e, addirittura, cadere, se la carenza di ferro è grave e protratta nel tempo.

Purtroppo esistono varie cause della clorosi, per cui non è sempre detto che la colpa sia della carenza del ferro.

Ad esempio, una clorosi può essere causata anche da:

• eccesso di fosforo, calcio, manganese, rame
• carenza di azoto o magnesio
• carenza di manganese o zinco

Per identificare la carenza di ferro, si può innanzitutto osservare quali foglie sono diventate clorotiche per prime.
La clorosi ferrica, infatti, inizia dalle foglie più giovani e si propaga mano a mano alle foglie più vecchie e interne.
Questo accade perché il ferro è un elemento poco mobile all’interno della pianta.

Se lo si ha a disposizione, si può, in acquario, effettuare un test del ferro. Se abbiamo sintomi di clorosi ferrica e misuriamo valori di ferro nulli, molto probabilmente manca il ferro.

Attenzione che non tutti i test rilevano tutti i tipi di ferro: verificare sulla confezione!

Un ultimo controllo, infine, riguarda il pH: a pH basici (sopra il 7), l’assorbimento del ferro diviene sempre più difficoltoso, specialmente se l’acqua è ricca di carbonati.
Pertanto, anche se presente, in queste situazioni il ferro è difficilmente assorbito.

Eccesso di ferro

L’eccesso di ferro può risultare tossico per la pianta. Infatti, la pianta deve tenere isolato il ferro, poiché altamente reattivo (abbiamo visto, ad esempio, la ferritina).

Il ferro, infatti, può generare radicali idrossili (OH^–), che possono danneggiare le proteine, i lipidi e il DNA.

L’eccesso di ferro può verificarsi tanto più facilmente quanto più basso è il pH, poiché un pH basso (sotto al 6, circa) facilita enormemente l’assorbimento di ferro.

Tra i sintomi di eccesso di ferro abbiamo:

• piccoli punti marroni nelle foglie basse che iniziano dalla punta e si propagano verso la base della foglia
• foglie arancio-marroni che muoiono
• radici ricoperte di sostanza nera, con varie radici morte
• carenza di manganese, poiché l’eccesso di ferro può inibire l’assorbimento del manganese.

In particolare, la carenza di manganese porta ad una clorosi su tutta la pianta, mentre la carenza di ferro comincia dalle parti alte e nuove. Questo può suggerire che, quando somministriamo molto ferro ma la carenza non si risolve, probabilmente non è il ferro a mancare, anzi: potremmo averne messo troppo!

Infine, vale la pena evidenziare che il ferro, in particolare quello chelato debolmente (gluconato, citrato etc) può risultare tossico, in alta concentrazione, per pesci e, soprattutto, invertebrati. È quindi bene fare attenzione con i dosaggi – non bisogna esagerare!

Come integrare il ferro in acquario?

L’integrazione del ferro in acquario può avvenire in vari modi.

Quasi tutti i fertilizzanti con oligoelementi per acquario contengono ferro, il quale può essere in varie forme (chelato, debolmente chelato etc).
Oltre a questi, esistono vari integratori specifici di solo ferro, sia per acquariofilia, sia generici per orto, giardino o piante da vaso.

Le forme più comuni con cui viene introdotto il ferro sono:

• ferro chelato fortemente (ferro EDTA, ferro DTPA, ferro EDDHA…)
• ferro chelato debolmente (ferro gluconato, ligninsolfonati)
• ferro ossidato (stick o fondo con argille, laterite, pezzetti di ferro arruginito etc)

Non è invece consigliabile usare sali di ferro quali solfato ferroso che, oltre ad essere poco stabili in acquario, apportano una grande quantità di elementi che non è bene far accumulare (come lo zolfo, per il solfato).

Per un dettaglio sulle varie forme chelate, abbiamo un articolo che tratta estensivamente la questione: Chelanti in acquario.

Le varie forme di ferro sono tutte utilizzabili dalle piante, cambia solo lo sforzo ad esse richiesto per poter assimilare l’elemento nutritivo. Alla fine dell’articolo sui chelanti, poco fa citato, c’è proprio un confronto fra i vari tipi di forme con cui il ferro può essere somministrato.

Dosaggi del ferro

Non esiste una quantità ideale di ferro in acquario, poiché ogni forma di ferro richiede concentrazioni diverse e, soprattutto, non è detto sia rilevabile dai test.

Ad esempio, il ferro gluconato è rilevabile solo per pochi minuti dopo l’inserimento, poiché viene assorbito o precipita rapidamente.
Al contrario, i chelati più forti (DTPA, EDDHA) richiedono dosaggi più consistenti e notevoli potenze luminose per essere assorbiti.

Indicativamente, volendo un numero, anche se da prendere con le molle, direi che 0.1-0.5 mg/l di ferro siano più che sufficienti per le piante.

Alcune leggende metropolitane sul ferro

Purtroppo da vario tempo circolano alcune dicerie sul ferro come fertilizzante per le piante d’acquario.

Ne elenchiamo alcune, giusto per interromperne un po’ la circolazione.

Fertilizzare l’acquario con solo ferro

Spesso si dice che basti fertilizzare solo con ferro.
Questo nasce dal fatto che spesso il ferro è l’elemento di cui pare ci sia più carenza, vedendo la clorosi.
La clorosi, in effetti, capita dove non si fertilizza e spesso la clorosi viene automaticamente associata al ferro (anche se dovuta ad altro, come al magnesio).

La Legge del Minimo (o, impropriamente, di Liebig) ci spiega che fertilizzare con un solo elemento raramente è la soluzione. Quindi, salvo casi particolarissimissimi, una fertilizzazione di solo ferro è sostanzialmente errata.

Le piante possono assorbire solo il ferro bivalente (Fe²⁺).

No, le piante possono assorbire il ferro trivalente (Fe³⁺), anche rendendolo bivalente per mezzo di vari meccanismi (acidificazione del substrato, fitosiderofori etc).

Perciò, eventuale ferro trivalente, come quello presente nel fondo, è utilizzabile dalle piante.

Il ferro serve per avere le piante rosse

Il ferro serve alle piante di tutti i colori, essendo un componente fondamentale, tra l’altro, per la formazione delle clorofille.

Tuttavia non è il solo ferro quello che fa diventare le piante rosse.
Lo dimostra il fatto che uno può immettere tutto il ferro che vuole, ma può ritrovarsi con le foglie verdi. Viceversa, possiamo avere piante rosse e ferro non misurabile o quasi.

Infatti, il colore rosso delle piante non è dovuto al ferro in sé quanto piuttosto ai pigmenti presenti nelle foglie. La produzione di pigmenti non dipende solo dalla fertilizzazione ma dipende anche dalla luce e dall’acquario in generale.

Pertanto, se non abbiamo le piante rosse, il ferro non è detto sia il colpevole.

Bibliografia e Crediti

[1] Antisense HEMA1 RNA Expression Inhibits Heme and Chlorophyll Biosynthesis in Arabidopsis A. Madan Kumar, Dieter Söll, Plant Physiology Jan 2000, 122 (1) 49-56; DOI: 10.1104/pp.122.1.49

[2] Iron stress in plants, Erin L. Connolly, Mary L. Guerinot, Genome Biol. 2002, 3(8)

http://extension.illinois.edu/focus/index.cfm?problem=chlorosis

Clorosi su pianta terricola: Di Frank Vincentz – Opera propria, CC BY-SA 3.0, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=3649106
Ferro (copertina): By Alchemist-hp (talk) (www.pse-mendelejew.de) – Own work, FAL, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=10115787

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Chi ha ragione?
Scopriamolo insieme, comprendendo quello che l’impianto fa!

A cosa serve l’impianto CO₂ in acquario?

L’impianto CO₂ serve per immettere anidride carbonica (CO₂) in acquario.

Gli scopi principali di questa immissione sono due:

1. immettere carbonio in acqua, affinché possa essere usato dalle piante;
2. acidificare l’acqua, ovvero abbassarne il pH.

Vediamo nel dettaglio.

1. Immissione di carbonio in acqua

Il carbonio è uno degli elementi nutritivi più richiesti dalle piante e, quasi sempre, negli acquari è il fattore limitante.
Il fattore limitante è quell’elemento che, secondo la Legge del Minimo, limita (da cui il nome) lo sviluppo della pianta.

Immettendo anidride carbonica, inseriamo carbonio e quindi andiamo a fornire proprio quell’elemento che nella maggior parte dei casi manca per un vigoroso sviluppo della flora.

2. Acidificazione dell’acqua

Inserendo anidride carbonica in acqua si ha un abbassamento del pH dell’acqua.

Tale acidificazione è spesso gradita, sia per chi tiene le piante (che generalmente apprezzano un pH sub-acido) sia per chi tiene alcune specie di pesci che richiedono un pH minore.

Ma serve l’impianto per la CO₂ nell’acquario?

L’unica risposta sensata a questa domanda è: dipende.
Diffidare da chi dice diversamente, poiché probabilmente non ha capito bene a cosa serva l’impianto e dunque lo ritiene o sempre necessario o sempre inutile.

Abbiamo visto che gli scopi dell’impianto sono principalmente due, ovvero fornire carbonio alle piante e acidificare. Vediamo quindi di spiegare meglio il dipende.

Fornire carbonio alle piante

Negli acquari è sempre presente del carbonio, anche dove non c’è erogazione artificiale.

Questo carbonio proviene dalla decomposizione della sostanza organica (mineralizzazione), prima nella forma di POC e poi di DOC.
Il POC è il particolato ad inizio decomposizione (i residui che vediamo nel fondo o nei materiali filtranti) mentre il DOC, Carbonio Organico Dissolto, può essere visto come lieve ingiallimento dell’acqua.

La decomposizione batterica della sostanza organica, passando nelle forme prima di POC e poi di DOC, rilascia CO₂ (quindi carbonio) come prodotto di scarto.

Altro carbonio proviene, inoltre, dal discioglimento in acqua dell’anidride carbonica presente in atmosfera (nel 2018, circa 410 ppm, in aumento), che avviene per ragioni di equilibri gassosi.

Altro carbonio ancora, infine, è presente nei carbonati e nei bicarbonati presenti nell’acqua usata per riempire l’acquario oppure provenienti da pietre e altri materiali calcarei.

Per dare qualche numero, tra CO₂ presente in equilibrio e CO₂ data dalla decomposizione, è possibile arrivare ad avere circa 5-8 mg/l di CO₂ disciolta in acqua, più o meno il triplo di concentrazione rispetto a quella che ci sarebbe solo per l’equilibrio con la CO₂ atmosferica.

Viceversa, con un impianto di erogazione artificiale, si possono arrivare a decine di milligrammi/litro di anidride carbonica disciolta (in media 20-40 mg/l).

Le piante hanno quindi sempre bisogno di erogazione artificiale di CO₂?

Come si può intuire, la risposta è no, non sempre ne hanno bisogno.

Senza erogazione di CO₂, il carbonio presente sarà certamente minore di quello che avremmo con impianto presente. Le piante, quindi, cresceranno più lentamente, adeguando il loro ritmo di crescita al fattore limitante (di solito, proprio il carbonio).

Erogando CO₂ artificialmente, invece, acceleriamo la crescita delle piante e consentiamo ad alcune piante una crescita molto più agevole in acquario.
Questo è particolarmente vero per le piante che solitamente vivono in forma emersa o comunque in prossimità della superficie.
Ad esempio, varietà di Alternanthera, Cabomba, Myriophyllum o Limnophila in natura vivono emerse o comunque sulla superficie, dove è massima la concentrazione di CO₂ proveniente dall’atmosfera.

Viceversa, le piante più lente (solitamente le piante sciafile, ovvero amanti dell’ombra, come le Anubias) o le galleggianti non beneficiano più di tanto dell’erogazione di CO₂.

Le piante lente, infatti, hanno un metabolismo… lento, per cui, generalmente, in acquario, non hanno necessità di maggiori quantità di anidride carbonica rispetto a quella naturalmente presente.
Le piante galleggianti, invece, prelevano il carbonio direttamente dalla CO₂ atmosferica (“vantaggio aereo”), dunque a loro non interessa la concentrazione di CO₂ in acqua.

Quando può tornare utile l’impianto?

Se si hanno piante a crescita rapida e che in natura crescono emerse o nei pressi della superficie, l’erogazione di CO₂ può essere senz’altro utile.

In particolare, se l’acquario ha molte piante, come un plantacquario o un acquario olandese o danese, l’erogazione di CO₂ è praticamente fondamentale, specialmente se sono presenti specie particolari.

Viceversa, in un acquario mediamente piantumato, con piante a crescita media, l’impianto CO₂ può anche essere superfluo. Ci si dovrà “accontentare” di una crescita media delle piante, ma alla fine credo che lo scopo dell’acquariofilo sia quello di avere piante belle e in salute, non potare secchi di piante…

Acidificare l’acqua

Il secondo scopo degli impianti CO₂ è quello di acidificare, ovvero abbassare il pH.

L’acidificazione per mezzo della CO₂ dipende da vari fattori e quindi il risultato non è sempre quello sperato. Ad esempio, tra i fattori che influenzano questo effetto abbiamo: movimento della superficie dell’acqua, sostanze tampone presenti ed efficienza del mezzo di diffusione.

Quindi ho sempre bisogno di erogazione artificiale di CO₂ per acidificare?

No, l’acidificazione si può fare per mezzo tanti altri mezzi.
Ad esempio:

• cambi d’acqua per abbassare la durezza temporanea, il KH, che rende più difficoltose le variazioni del pH;
• inacidimento naturale dato dall’attività batterica (nitrificazione);
• inserimento di acidificanti inorganici (acido cloridrico, solforico etc; ad esempio i vari pH-minus che si trovano in commercio);
• inserimento di acidificanti organici (legni, foglie, pigne, torba; quindi tannini, acidi umici, fulvici etc).

Quando può tornare utile l’impianto?

Se lo scopo è solo (o principalmente) quello di acidificare, l’impianto CO₂ non è la scelta migliore. Questo perché c’è il rischio di dover inserire troppa CO₂ per ottenere l’acidificazione desiderata. Troppa CO₂ può dar fastidio ai pesci e alle piante, oltre a non fornire alcun beneficio aggiuntivo, oltre all’acidificazione.

Se serve abbassare il pH, le soluzioni migliori sono quelle di fare cambi d’acqua per abbassare le durezze ed eventualmente poi aggiungere sostanze acidificanti.

Tra le sostanze acidificanti, foglie e legni sono probabilmente i più graditi ai pesci poiché non solo acidificano ma rilasciano anche sostanze utili e benefiche (chelanti naturali, blandi antibatterici, sostanze lenitive etc) e, se aggiunte in abbondanza, possono dare gradevoli tonalità ambrate all’acqua.
Se non si vuole l’acqua ambrata, esistono estratti decolorati, che mantengono le proprietà benefiche di legni, foglie etc ma senza ambrare.

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Lo scopo di questo articolo è quello di fornire una serie di convertitori automatici per effettuare (quasi) tutte le conversioni più comuni che possono capitare all’acquariofilo.

Come al solito, prima di ogni convertitore, ci sarà una brevissima spiegazione per capire cosa stia facendo il calcolatore.

Cominciamo!

Durezze: da mg/l a gradi tedeschi

Potremmo essere interessati a convertire le misure in mg/l in gradi tedeschi.
Ad esempio, se usiamo acqua di rete o acqua in bottiglia, potremmo voler convertire alcuni valori in etichetta, riportati solitamente in mg/l, nelle unità di misura usuali per l’acquariofilo.

Durezze: da gradi tedeschi a mg/l

I test delle durezze (totale e temporanea), ovvero i test di GH e KH, danno i risultati in gradi tedeschi (dGH e dKH, rispettivamente). Potrebbe però essere utile convertire questi valori in mg/l.

Avvertenze

1. Poiché il GH misura la somma di calcio e magnesio, non è possibile risalire alle singole concentrazioni di questi due elementi, conoscendo il solo GH.
   Il calcolatore darà, tuttavia, due stime, supponendo che il GH sia composto o da solo calcio o da solo magnesio. Questo ci darà un limite massimo della concentrazione di questi due elementi, che è comunque un dato utile, talvolta.
2. Poiché i comuni test per acquariofilia non misurano la vera durezza temporanea ma l’alcalinità (opposizione all’acidificazione), la conversione KH → bicarbonati non è precisa. È comunque indicativa e in generale sufficiente per le esigenze degli acquariofili.

Calcolo di calcio e magnesio conoscendo il GH

Come abbiamo visto nel calcolatore precedente, il test del GH non discrimina fra calcio e magnesio, anche perché il grado tedesco (dGH) rappresenta un equivalente rispetto al carbonato di calcio – in altre parole, il test tratta calcio e magnesio come se fossero entrambi calcio.

Non è quindi possibile risalire ai contenuti rispettivi di calcio e magnesio conoscendo il solo valore del GH.
Tuttavia, se per qualche motivo conosciamo o riusciamo a misurare il valore o del calcio o del magnesio, è possibile ricavare la concentrazione dell’altro elemento, se sappiamo anche il GH.

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Fertilizzazione: conversione dei titoli dei concimi

Secondo le leggi attualmente in vigore, per i concimi il contenuto di alcuni elementi va titolato come equivalente ad un altro elemento. Pertanto, in etichetta, troviamo indicati elementi che in realtà non ci sono.

È tuttavia facilmente possibile passare dalle percentuali di questi elementi titolati alle percentuali degli elementi effettivamente presenti nei concimi.

Conducibilità: EC vs. TDS

La conducibilità dell’acqua – EC – si misura con uno strumento detto conduttivimetro.
Il conduttivimetro misura la resistenza elettrica dell’acqua e la converte, conoscendo la distanza fra i suoi due elettrodi e la temperatura – se capace di compensare, in una conducibilità misurata, solitamente, in microsiemens/cm (simbolo μS/cm, talvolta indicato erroneamente come “uS/cm” o anche solo “uS”).
Alcuni strumenti danno una misura in mS/cm, dove 1 ms/cm equivale a 1000 μS/cm.

Diversi strumenti misurano, invece, i cosiddetti TDS (Sali Totali Disciolti), effettuando una conversione tra conducibilità (EC) in μS/cm in sali totali (TDS) in ppm.
Purtroppo per effettuare la conversione esistono diversi fattori, solitamente dipendenti dal luogo di fabbricazione/progettazione dello strumento. I parametri più comuni sono un fattore 2 e un fattore 1.56 – il calcolatore sottostante li prevede entrambi.

Come nota a parte, la conducibilità (EC) è direttamente misurata, mentre i TDS sono calcolati a partire dalla conducibilità. Pertanto, se abbiamo uno strumento che le visualizza entrambe, conviene guardare l’EC.

Da Sistema Consuetudinario a Sistema Internazionale

Come noto, in molti paesi, quali gli Stati Uniti, sono ancora diffuse unità di misura non appartenenti al Sistema Metrico Internazionale (SI).

Di seguito mettiamo alcuni convertitori per convertire dal Sistema Consuetudinario, per le principali misure effettuate dagli acquariofili – utili, ad esempio, se leggiamo un libro o un forum in Inglese.

Convertitore da “misure scientifiche”

I test per acquariofilia solitamente misurano nitrati, nitriti, fosfati e così via e, di conseguenza, nel gergo acquariofilo si fa quasi sempre riferimento a queste misure.

Tuttavia, negli articoli scientifici, spesso si fa uso di unità di misura leggermente diverse, specialmente quando si comparano forme diverse dello stesso elemento (ad esempio, azoto come nitriti, nitrati o ammonio).

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Sì, pure noi di Acquario.top – ma garantiamo che troverai qualcosa in più del solito, leggendo quello che segue

Cosa non troverai in questo articolo

• lo schemino “ammonio → nitriti → nitrati“
• il mese di maturazione (quando capiremo cosa voglia dire, forse lo integreremo)
• battute con nitriti e cavalli come protagonisti
• fonti delle informazioni discutibili

  

Iniziamo.

Alcune definizioni prima di cominciare

Seguono alcune brevi definizioni (senza pretesa di esaustività) per comprendere meglio di cosa si parla nell’articolo ed evitare di farvi aprire pagine di Wikipedia mentre leggete

• Composto organico: composto che contiene al suo interno atomi di carbonio legati ad altri elementi con legami covalenti (praticamente quasi tutti gli elementi con carbonio all’interno, non sono molte le eccezioni: cianuri, bicarbonati e carburi).
• Organismo Autrotrofo: organismo che usa, come fonte di energia, composti non organici e, come fonte di carbonio, carbonati e CO₂. Esempio: piante.
• Organismo Eterotrofo: organismo che usa, come fonte di energia e di carbonio, composti organici. Esempi: animali, uomo.
• Organismo Aerobico: organismo che usa l’ossigeno per la respirazione (come accettore di elettroni). Esempi: animali, uomo, alcuni batteri.
• Organismo Anaerobico: organismo che usa elementi diversi dall’ossigeno per la respirazione (composti dell’azoto, manganese, ferro, solfati, composti organici). Esempio: alcuni batteri.

Ciclo dell’azoto in acquario

Quello dell’azoto è uno dei tanti cicli presenti in acquario, poiché più o meno ogni elemento ne ha uno: abbiamo il ciclo del carbonio, del fosforo e di altri elementi.

Tuttavia, soprattutto per le conseguenze, spesso nefaste, è il ciclo dell’azoto ad influenzare maggiormente gli acquariofili, anche quelli che lo ignorano (i pesci morti due-tre settimane dall’inserimento vorrebbero poter confermare…).

Poiché si tratta di un ciclo, potremmo cominciare da un punto qualsiasi di esso: per esempio, da quel che mettiamo in acquario.

L’azoto organico in acquario

Cos’è?

L’azoto organico è quello che troviamo legato ad atomi di carbonio. Lo possiamo trovare sostanzialmente in tre posti:

1. nei mangimi e in generale in tutti gli alimenti (vivi, freschi, surgelati, liofilizzati etc) che diamo ai pesci;
2. nei materiali in decomposizione (feci, legni, foglie, fibre vegetali in genere, pesci o invertebrati morti etc);
3. nei fertilizzanti per piante d’acquario, solitamente come urea.

POC e DOC

Questa materia organica si decompone in componenti sempre più piccole, dette POC (Particulate Organic Carbon – Carbonio Organico in Particelle), fino a diventare così piccole da essere disciolte (DOC – Dissolved Organic Carbon – Carbonio Organico Dissolto).

Probabilmente abbiamo visto tutti del POC negli acquari: è quella sorta di melma o detrito che si deposita solitamente sul fondo, in cui passano, se presenti, lumache e altri invertebrati.
Il DOC, invece, non è visibile, a meno di un suo accumulo (non dannoso), che si manifesta con un ingiallimento dell’acqua.

Dove va?

L’azoto organico viene subito attaccato da ceppi batterici eterotrofi (e altri organismi), che decompongono l’azoto organico in composti inorganici, ovvero privi del carbonio. Con questo processo – detto mineralizzazione – si ha usualmente la produzione di ammoniaca (NH₃) e di anidride carbonica (CO₂), come prodotti di scarto.
I batteri responsabili di questo processo sono eterotrofi ma possono essere sia aerobici, sia anaerobici.

Un primo passaggio del ciclo dell’azoto è quindi il seguente:

Azoto organico → Ammoniaca + CO₂

Per quanto riguarda la sola urea, le piante possono riuscire ad assorbirne direttamente una parte, prima che inizi a venire decomposta.

Una parte dell’azoto organico, invece, viene usata dai batteri stessi per le loro strutture e metabolismo interni.

L’ammonio e l’ammoniaca in acquario

Cosa sono?

L’ammoniaca è uno dei principali e più pericolosi inquinanti negli acquari.
È prodotta direttamente dal metabolismo dei pesci o decomposta dai batteri a partire dai composti organici dell’azoto oppure, infine, inserita come fertilizzante (solitamente come ammonio: nitrato di ammonio, fosfato di ammonio etc).

La tossicità dell’ammoniaca è dipendente principalmente dal pH dell’acqua, poiché il pH può trasformare l’ammoniaca nel comunque tossico, ma in misura inferiore, ammonio.

La reazione di equilibrio è la seguente:

NH₄⁺ + OH^– NH₄OH NH₃ + H₂O

che ci dice che in acqua sono sempre presenti sia ammoniaca (NH₃) sia ione ammonio (NH₄⁺). Tuttavia al variare del pH possiamo praticamente azzerare la concentrazione di ammoniaca, più tossica.

Come varia la percentuale di ammoniaca ed ammonio?

Nel dettaglio, la percentuale di ammoniaca scende allo scendere del pH.
A pH 6.3 circa, l’ammoniaca è lo 0.1% contro il 99.9% dell’ammonio.
All’aumentare del pH, la percentuale di ammoniaca aumenta rapidamente: già a pH 8, l’ammoniaca supera il 3% rispetto al 97% di ammonio.
A pH 9.25 si ha metà ammoniaca e metà ammonio.

Indicativamente, c’è circa una variazione delle percentuali di ordine 10 per ogni punto di pH (e di ordine 100 ogni due punti e così via).
Ad esempio, se il pH scende da 8 a 7, la concentrazione di ammonio aumenta dallo 0.33% circa al 3.3% (e quella dell’ammoniaca scende dal 99.7% al 96.6% circa).

Per inciso, questo è uno dei motivi per cui le variazioni devono essere fatte lentamente. Un punto di pH può alterare le concentrazioni di ammoniaca di 10 volte!

Dove vanno?

L’ammonio e l’ammoniaca possono venire assorbiti facilmente da piante ed alghe, se presenti, e da batteri nitrificanti.

Le piante e le alghe possono, infatti, usare l’ammonio come fonte di azoto a rapida assimilazione, pronto da usare subito. Non possono infatti accumulare l’ammonio per usarlo in un secondo tempo.
Come spiegato da Diana Walstad e dagli studi da ella citati, l’ammonio è assorbito come forma di azoto preferenziale dalla maggior parte delle piante.

L’ammonio e l’ammoniaca non assorbiti da piante ed alghe vengono invece trasformati, da alcuni ceppi batterici aerobici autotrofi (Nitrosomonas e archeobatteri ossidatori dell’ammonio), in nitriti, secondo la reazione:

NH₄⁺ + ½O₂ → 2H⁺ + NO₂^– + H₂O

I nitriti in acquario

Cosa sono?

I nitriti derivano dall’ossidazione (aggiunta di ossigeno) di ammonio e ammoniaca ed è il primo di due passi della nitrificazione.

I nitriti sono estremamente tossici (più dell’ammonio) per i pesci, poiché i nitriti hanno la capacità di legarsi all’emoglobina contenuta nel sangue impedendo a quest’ultima di portare l’ossigeno. L’effetto è simile a quello delle intossicazioni da monossido di carbonio nell’uomo.
Infatti, uno degli effetti principali di basse concentrazioni di nitriti è proprio quello della difficoltà respiratoria: pesci che hanno respiro accelerato o tentano di respirare sul pelo dell’acqua, boccheggiando.

Se la concentrazione di nitriti aumenta per un tempo sufficientemente lungo, la morte dei pesci non è da escludere, anzi. Non ho le statistiche sotto mano, ma a naso direi che i nitriti siano fra le prime cause di morte negli acquari, specialmente in quelli appena allestiti.

Dove vanno?

I nitriti possono venire assorbiti dalle piante (dalle alghe in misura minore se non nulla, purtroppo non ci sono molti studi a riguardo), ma la maggior parte è convertita in nitrati da altri ceppi batterici, sempre aerobici e autotrofi (Nitrospira), secondo la reazione:

NO₂^– + ½O₂ → NO₃^–

I nitrati in acquario

Cosa sono?

I nitrati derivano dall’ossidazione dei nitriti e sono il risultato del secondo dei due passi di cui è composta la nitrificazione.
Possono anche essere introdotti mediante vari fertilizzanti comunemente usati, quali nitrati di potassio, calcio, magnesio, ammonio etc.

I nitrati non sono tossici per i pesci a basse concentrazioni, tuttavia al crescere della concentrazione possono iniziare a dare problemi. Problemi non nel senso che il pesce muore (a differenza dell’accumulo di nitriti), quanto piuttosto a disturbi nel comportamento (riproduttività, attività) e nella crescita, anche a livello di sviluppo delle pinne e colorazione.

Per alcuni pesci, sono consigliabili livelli di nitrati il più bassi possibili (se non misurabili, anche meglio), mentre altri pesci sono un po’ più tolleranti – non significa però che abbiano piacere di nuotare nei nitrati… Torneremo su questo con più dettagli in seguito.
Continuiamo col ciclo dell’azoto!

Dove vanno?

I nitrati vengono assorbiti dalle piante, insieme o in sostituzione all’ammonio. Per le piante, infatti, è oneroso l’assorbimento dei nitrati poiché lo devono riconvertire in ammonio, per poterlo utilizzare direttamente. Tuttavia per le piante sono importanti anche i nitrati, poiché possono accumularli nei tessuti per utilizzarli in un secondo momento (cosa che non possono fare con l’ammonio).

Oltre a venire assorbiti dalle piante, i nitrati possono venire convertiti in azoto gassoso (N₂) da parte di alcuni batteri anaerobici.
Se invece volessimo ascoltare una tanta parte di acquariofili, l’unico modo efficace di rimuovere i nitrati è quello di fare cambi d’acqua, anche se non sempre risolvono (e anche su questo torneremo).

Il ciclo dell’azoto in acquario “modello classico” si concluderebbe qui, ma non è finita!
Ci sono ancora varie pagine di informazioni e non abbiamo ancora nominato la maturazione…

L'articolo Ciclo dell’azoto in acquario: l’ennesimo articolo proviene da Acquario.top.

L’articolo che segue, di cui proponiamo la traduzione, mostra alcune recenti scoperte a riguardo.
Trattandosi di un articolo scientifico, il linguaggio sarà per forza di cose specialistico e poco divulgativo. Tuttavia è molto interessante poiché si tratta di uno studio sulla nitrificazione effettuato direttamente su veri acquari di abitazioni e negozi.

Nel dettaglio, si è osservato che i batteri responsabili dell’ossidazione dell’ammonio non sono quelli che erano comunemente considerati: specialmente negli acquari d’acqua dolce, dove la concentrazione di ammonio è bassa, grazie alla loro stabilità, l’ossidazione dell’ammonio è dovuta soprattutto agli Archeobatteri.
Negli acquari appena avviati, dove la concentrazione di ammonio è generalmente più elevata, la nitrificazione è dovuta ai batteri già noti in precedenza.
Pare quindi vi sia una sorta di avvicendamento tra batteri e archeobatteri nel corso della maturazione degli acquari.

Riesame della nitrificazione in acquario: i Thaumarchaeota sono i principali ossidatori dell’ammonio nei filtri biologici degli acquari d’acqua dolce.

Laura A. Sauder, Katja Engel, Jennifer C. Stearns^¤, Andre P. Masella, Richard Pawliszyn, Josh D. Neufeld^*
Dipartimento di Biologia, Università di Waterloo, Waterloo, Ontario, Canada.

Abstract

Gli archeobatteri ossidatori dell’ammonio (AOA) superano in numero i batteri ossidatori dell’ammonio (AOB) in molti ambienti terrestri e acquatici.
Sebbene la nitrificazione sia la funzione primaria dei filtri biologici negli acquari, pochissimi studi hanno indagato i microorganismi responsabili di questo processo negli acquari.

Questo studio ha impiegato la PCR real-time quantitativa (qPCR) per quantificare l’ammonio monoossigenasi (amoA) e i geni 16S rRNA dei Batteri e dei Thaumarchaeota nei filtri biologici degli acquari d’acqua dolce, oltre a valutare la varietà dei geni amoA degli AOA per mezzo di elettroforesi su gel in gradiente denaturante (DGGE) e librerie clone.

Gli AOA erano numericamente dominanti in 23 filtri biologici dei 27 analizzati e in 12 di questi filtri biologici gli AOA contribuivano per tutti i geni amoA rilevabili.

Geni amoA sia dei Thaumarchaeota, sia dei batteri, sono stati trovati nei campioni di acqua salata, con i geni di AOA più numerosi in 5 filtri su 8.
Geni amoA batterici erano abbondanti in entrambi i supplementi mentre amoA dei Thaumarchaeota e geni rRNA 16S non erano rilevabili.

Negli acquari d’acqua dolce, la proporzione dei geni amoA da AOA rispetto a quelli da AOB era inversamente correlata con la concentrazione di ammonio.
La DGGE dei geni amoA degli AOA ha rilevato una variabilità tra i vari campioni, mentre lo scaling multidimensionale (NMDS) ha evidenziato una separazione tra le impronte genetiche degli organismi di acqua dolce e acqua salata analizzati.
Le librerie di cloni compositi dei geni amoA degli AOA ha rilevato sia cluster distinti fra acqua dolce e salata sia cluster misti contenenti sequenze di geni amoA sia d’acqua dolce, sia di acqua salata.

Questi risultati fanno luce nei comuni filtri biologici per acquari domestici e suggeriscono che i filtri biologici possano rappresentare un prezioso microcosmo su biofilm per studi futuri sull’ecologia degli AOA.

Introduzione

L’ammonio è una sostanza di rifiuto derivante dal metabolismo di pesci ed altri organismi acquatici. La tossicità dell’ammonio può minacciare la salute dell’ecosistema acquatico ed è un problema piuttosto importante per gli ecosistemi relativamente chiusi, come gli impianti di acquacoltura o gli acquari domestici, nei quali l’ammonio può accumularsi rapidamente, in assenza di nitrificazione attiva, fino a raggiungere concentrazioni letali.
La forma non ionizzata dell’ammonio (NH₃) è particolarmente tossica per i pesci; stess, malattie e morte possono essere associate a concentrazioni di ammonio sopra agli 0.1 mg/l negli acquari e negli impianti di acquacoltura [1,2].
Per convertire l’ammonio in nitrati, i filtri biologici degli acquari sono progettati per promuovere la crescita e l’attività di popolazioni nitrificanti, grazie all’alta superficie dei supporti biologici (come spugne, ceramiche o polimeri) e buon flusso d’acqua ricca di ossigeno.
Nonostante la loro importanza per la salute dei pesci e la stessa funzione di molti biofiltri industriali, compresi quelli per l’acquacoltura e il trattamento delle acque reflue, poco si sa dei microorganismi che catalizzano la nitrificazione in associazione ai materiali di supporto dei filtri biologici.

Prima della scoperta degli archeobatteri ossidatori dell’ammonio (AOA), appartenenti al phylum, di nuova proposta, dei Thaumarchaeota [3, 4], erano stati usati vari approcci molecolari per analizzare i batteri ossidatori dell’ammonio (AOB) e dei nitriti, sia in acqua dolce, sia negli acquari marini [5, 6].
In particolare, Hovanec e DeLong hanno usato sonde oligonucleotidiche per studiare estratti di DNA da batteri nitrificanti di acqua dolce e salata.
Sebbene batteri Nitrosomonas dei Betaproteobacteria venissero associati agli acquari d’acqua salata nei loro studi, non avevano rilevato questi batteri nella maggior parte dei campioni da filtri d’acqua dolce. Concludevano, infatti, che “le specie batteriche responsabili della nitrificazione in semplici sistemi d’acqua dolce rimangono ignote” [5].
Studi successivi hanno determinato che Nitrosomonas spp. potrebbe arricchire i filtri biologici d’acqua dolce [7], suggerendo un loro potenziale ruolo nell’ossidazione dell’ammonio in condizioni particolari.
Dalla scoperta degli AOA, due studi hanno analizzato la presenza e la varietà sia degli AOA sia degli AOB nei sistemi di filtraggio d’acqua salata [8, 9]. Foesel e colleghi hanno trovato che AOB del genere Nitrosomonas erano numericamente dominanti nel biofilm di un allevamento d’acqua salata. Urakawa e colleghi hanno scoperto la presenza di geni amoA da AOB e AOA in filtri biologici selezionati da un acquario pubblico in Giappone (acquari del Pesce Luna, acquari d’acqua fredda e acquario di costa), e suggerivano che la varietà di AOA e AOB diminuisse negli acquari d’acqua fredda.
Il Candidatus Nitrosopumilus maritimus SCM1, il primo rappresentante degli AOA isolato in coltura è stato ottenuto dalla sabbia di un acquario marino [10]. Nonostante questi primi studi iniziali, nessuna indagine ha per ora investigato la diffusione degli AOB e degli AOA nei filtri biologici degli acquari d’acqua dolce.

Basandoci sull’ubiquità e la grande abbondanza di AOA negli ambienti naturali, l’inabilità di Hovanec e DeLong (1996) di identificare AOB negli acquari d’acqua dolce e il ritrovamento del primo archeobatterio nel substrato di un acquario, abbiamo ipotizzato che gli AOA dominino nei filtri biologici degli acquari d’acqua dolce e abbiano un ruolo importante nella nitrificazione.
Oltre a determinare l’abbondanza di AOA e AOB negli acquari, gli obiettivi di questo studio erano di analizzare la varietà di geni amoA degli AOA negli acquari e ddeterminare come questi geni si raggruppavano con sequenze derivanti da fonti naturali e rappresentanti degli AOA coltivati.
I risultati di questo studio hanno rivelato che, sulla base dei geni amoA, gli AOA sono da ritenere i principali ossidatori dell’ammonio nella maggior parte degli acquari d’acqua dolce e salata.
Questi risultati sono il primo indizio del ruolo degli AOA negli acquari d’acqua dolce e suggeriscono un possibile adattamento degli AOA  nella nicchia associata ai filtri biologici degli acquari.

Risultati

Campioni dagli acquari

Ventisette campioni da filtri biologici di acquari d’acqua dolce e otto da acquari d’acqua salata sono stati raccolti da dei negozi o da delle abitazioni (Tabella S1).
Tutti i filtri biologici campionati in questo studio derivavano da acquari singoli di abitazioni o uffici oppure da acquari da esposizione nei negozi, rappresentando, rispettivamente, le condizioni comuni alla maggior parte degli acquari privati o dei negozi.
In aggiunta ai filtri biologici, abbiamo incluso due attivatori batterici per acquari nell’analisi.
Gli acquari scelti avevano tutti un pH compreso fra 7.6 e 9.2 e avevano flora e fauna variabili. Gli acquari contenevano vari tipi di pesci, inclusi vari tropicali, pesci rossi, ciclidi sudamericani e africani. Tre acquari avevano ricevuto un trattamento con antibiotici nei sei mesi precedenti (SW4, SW5 e FW8) e molti avevano ricevuto dosi di attivatore batterico all’avvio (ad esempio: FW12, FW13, FW19, FW25).
La concentrazione di ammonio degli acquari era compresa fra non rilevabile fino ad approssimativamente 0.5 mg/l, con la maggior parte degli acquari con una concentrazione sotto i 100 μg/l. In 28 dei 32 acquari analizzati, i nitriti (NO₂^–) erano sotto la soglia di rilevabilità.
Come previsto, è stata osservata una significativa correlazione tra le concentrazioni di ammonio e nitriti (r=0.48, p<0.05; Tabella S2) e le concentrazioni di nitriti e nitrati (r=0.52, p<0.05, Tabella S2).
Le dimensioni degli acquari variavano fra 18 e oltre i 1500 litri (per i negozi) e il numero approssimativo di pesci variava fra zero (plantacquario; FW3) fino a 300 (FW11). Sebbene non sia una perfetta misura della biomassa, il numero approssimativo di pesci per gallone [1 gallone = 3.8 litri; NdT] era positivamente correlato con la concentrazione di ammonio (r=0.60, p<0.001; Tabella S2).
La durezza dell’acqua degli acquari d’acqua dolce era bassa fino a 25 ppm (in FW12, un acquario per riproduzioni con acqua tenera), tuttavia la durezza dell’acqua di 25 dei 27 acquari era maggiore di 150 ppm. La durezza non è stata determinata per gli acquari marini.
L’alcalinità (ovvero la durezza carbonatica) variava da non rilevabvile (es: FW24, FW17) fino a 300 ppm (es: SW1, FW3). Né la durezza né l’alcalinità erano significativamente correlate con altri parametri chimici (Tabelle S2 e S3).

La diffusione degli AOA e degli AOB

I risultati della PCR in tempo reale hanno dimostrato che i geni amoA dei Thaumarchaeota erano dominanti in 23 dei 27 campioni da filtri degli acquari d’acqua dolce (Fig. 1, Tabella S1). Per 12 dei filtri biologici, i geni amoA da Thaumarchaeota rappresentavano la totalità dei geni amoA, inclusi gli acquari FW13, FW15, FW16 e FW25, che avevano ricevuto un inoculo iniziale con attivatore batterico.
Negli acquari d’acqua salata sono stati rilevati geni amoA sia da AOA sia da AOB in tutti i campioni, con gli AOA dominanti in 5 campioni su 8.
In entrambi gli attivatori batterici, comunemente disponibili in commercio, i geni amoA degli AOB erano abbondanti mentre i geni amoA degli AOA e i geni 16S rRNA erano sotto la soglia di rilevabilità.

Geni 16S rRNA, sia batterici sia dei Thaumarchaeota, sono stati identificati in tutti gli estratti di DNA; tuttavia, per la maggior parte dei campioni, i geni 16S batterici superavano molto, in numero, quelli dei Thaumarchaeota (Fig. 1, Tabella S1).
In un filtro biologico (FW11), i numeri erano approssimativamente uguali.
Per tutti gli acquari, i numeri di copie del gene amoA batterico erano almeno tre ordini di grandezza inferiori ai numeri dei geni 16S rRNA (Tabella S1). In alcuni acquari (es: FW2, FW27, SW4), il numero di copie dei geni amoA e 16S rRNA erano circa uguali. In altri casi (es: FW11, FW12, SW8), il numero delle copie di geni amoA dei Thaumarchaeota era ordini di grandezza minore dei geni 16S rRNA dei Thaumarchaeota.

Abbiamo esaminato, inoltre, aspetti della chimica dell’acqua (Tabella S1) per valutare correlazioni che potessero fornire una spiegazione per la differente diffusione dei geni amoA.
L’analisi della regressione si è concentrata sui campioni di acqua dolce perché questi erano l’obiettivo principale dello studio e perché troppo pochi campioni di acqua salata erano disponibili per avere correlazioni statisticamente significative (i dati non sono mostrati).
Le correlazioni sono state calcolate anche includendo i campioni d’acqua salata, portando a risultati simili alle correlazioni trovate in acqua dolce (Tabelle S2 ed S3).
Per gli acquari d’acqua dolce, abbiamo osservato una significativa correlazione negativa tra la concentrazione di ammonio e la proporzione di geni amoA appartenenti agli AOA piuttosto che agli AOB (r=-0.85, p<0.001, R²=0.72; Fig. 2 e Tabella S3). Basse concentrazioni di ammonio erano tipicamente associate con grande abbondanza di geni amoA degli AOA, sebbene un campione (FW20) avesse una grande proporzione di geni amoA degli AOB, pur avendo una concentrazione di ammonio inferiore a 20 μg/l.
In tutti i casi, maggiori concentrazioni di ammonio erano associate a maggiore abbondanza di geni amoA degli AOB.
Nessun altro fattore legato alla chimica dell’acqua o all’allestimento dell’acquario (es: pH, durezza, alcalinità) ha portato a correlazioni significative con l’abbondanza di geni amoA (Tabella S2).
La concentrazione di ammonio nell’acquario FW27 fluttuava un po’, sia su base giornaliera, sia su base mensile (Fig. S1A). La grande proporzione (>85%) di AOA in questo filtro era coerente con quanto trovato con un campionamento nel corso di due anni (Fig. S1B). Insieme, questi risultati suggeriscono una uniformità temporale nelle condizioni ambientali e nelle comunità di AOA nei filtri d’acquario d’acqua dolce.

Varietà nei geni AOA

Per valutare la varietà delle popolazioni di Thaumarchaeota in possesso di geni amoA, tutti gli estratti di DNA dei filtri sono stati sottoposti a DGGE. Basandosi sulla separazione fisica della PCR, per eterogeneità delle sequenze e contenuto G+C [11], i pattern generati dagli amplicon dei geni amoA variavano, tra i campioni, da molto semplici con poche bande (es: FW8, FW20, SW4) a molto complessi con molte bande (es: FW10, FW15, SW1; Fig. 3).
I pattern DGGE hanno rilevato bande condivise tra filtri biolofici di acquari nello stesso posto (es: FW8 e FW9, FW25 e FW26, SW1 e SW2), indicando che la composizione specifica degli AOA probabilmente è influenzata dal luogo.
Nonostante queste similarità in base al luogo, non sono state osservati gruppi di impronte distinti sulla base della posizione e molte bande erano condivise fra molti campioni di varia provenienza (Fig. 3A e B, Tabella S1).
Basandosi su un’ispezione visiva delle impronte allineate, è stato osservato un possibile spostamento nel contenuto G+C fra le impronte da acquario d’acqua dolce e acquario d’acqua salata, con le bande d’acqua salata che si scioglievano a concentrazioni inferiori di denaturante (Fig. 3A e B).
Questa apparente differenza nel contenuto G+C è stata corroborata sia da sequenze dalle librerie clone sia dalle bande della DGGE.
Le sequenze di geni amoA dalle librerie clone avevano un contenuto medio di G+C del 45.4% contro il 43.8% dei cloni d’acqua salata.
Sequenze di bande da DGGE mostravano un pattern simile, con un contenuto medio di G+C, rispettivamente, del 45.5 e 44.0%.
Sebbene questa differenza sia relativamente piccola (1.5%), è statisticamente significativa (p<0.0001) per entrambi i cloni e le sequenze DGGE, come determinato da test-t indipendenti.
Lo scaling multidimensionale (NMDS), usando curve densitometriche generate dalle impronte della DGGE, ha mostrato che le impronte da acqua dolce e da acqua salata erano ampiamente separate in uno spazio bidimensionale.
Tuttavia, alcuni campioni da acqua dolce (es: FW1, FW12, FW15) erano intermedi ai gruppi d’acqua dolce e salata (Fig. 3C).

In aggiunta alla DGGE, abbiamo generato librerie clone di amplicon di geni amoA, rispettivamente di 261 sequenze da acqua dolce e 84 da acqua salata.
Lo scaling multidimensionale delle sequenze di geni amoA, tradotte e allineate (dalle bande della DGGE, librerie clone e sequenze di riferimento) ha mostrato quattro gruppi distinti, ognuno dei quali conteneva sia cloni sia sia sequenze di bande (Fig. 4).
Il primo gruppo (cluster 1, Fig. 4) conteneva sequenze di librerie clone di acqua dolce e salata approssimativamente nella stessa proporzione, così come sequenze di entrambi da DGGE.
Le bande della DGGE che sono finite in questo gruppo sono state generate da campioni le cui impronte cadevano sul confine del gruppo d’acqua dolce, vicino alle sequenze d’acqua salata (Fig. 3C).

Sia il secondo sia il terzo gruppo (cluster 2 e 3, Fig. 4) sono dominati da sequenze clone di acqua salata. Il gruppo 2 è un cluster distinto contenente sequenze di geni amoA da AOA provenienti da ambienti salini, inclusi Ca. N. maritimus e Candidatus Cenarchaeum symbiosum A [YP_575342; 12], così come un clone ottenuto da un filtro d’acqua salata [AB373235; 9].
La maggior parte delle sequenze di bande da acqua salata è finita in questo cluster, inclusi SW2-3, SW1-2, SW8-2 e SW6-2, sequenze che rappresentano una banda condivisa tra la maggioranza delle impronte d’acqua salata (Fig. 3A).
Il gruppo 3 aveva composizione variabile e conteneva sia sequenze d’acqua dolce sia d’acqua salata. Le sequenze di geni amoA di riferimento, per questo gruppo, erano provenivano da fosmidi del suolo 54d9 [AJ627422; 13] e dagli organismi Candidatus Nitrososphaera gargensis [ABY77595; 14] e Candidatus Nitrosocaldus yellowstonii [ABY83788; 15].

Il gruppo quattro è un distinto gruppo da acqua dolce; era il più grande dei gruppi e conteneva la maggioranza dei cloni da acqua dolce e delle sequenze di bande da DGGE generate in questo studio.
Questo gruppo conteneva tutte le sequenze generate da una particolare banda DGGE che era condivisa appossimativamente da metà delle impronte d’acqua dolce (es: FW2-4, 6-11, 13, 14, 17, 19, 27; Fig. 3B).
Oltre a questo, le sequenze di riferimento da una grande varietà di ambienti a bassa salinità finiscono in questo cluster, includendo fiumi, laghi, sedimenti, acque reflue, così come le sequenze del Candidatus Nitrosoarchaeum limnia [16].

Discussione

Questo studio ha generato dati che sfidano decenni di conoscenza comune riguardante il ciclo dell’azoto nei filtri degli acquari e risolve importanti questioni rimaste aperte dopo il non essere stati in grado di rilevare Nitrosomonas spp. negli acquari d’acqua dolce [5].
Dal campionamento di 27 acquari d’acqua dolce di abitazioni e negozi, i nostri risultati da qPCR hanno rilevato una popolazione dominante di AOA nella maggioranza degli acquari analizzati (Fig. 1).
Eppure, 12 degli acquari analizzati erano associati solamente con un segnale di geni amoA degli AOA, nonostante l’uso di 40 cicli per la PCR. Questi risultati sono importanti poiché forniscono la prima prova quantitativa che gli AOA possano agire da soli nel catalizzare l’ossidazione dell’ammonio.
Quantunque generalmente dominati dai geni amoA degli AOA, gli acquari d’acqua salata erano più variabili dal punto di vista delle diffusioni relative di AOA e AOB, con entrambi i gruppi rilevati in ogni filtro.
Basandosi sui numeri dei geni amoA, i risultati di questo studio suggeriscono che sia gli AOA sia gli AOB contribuiscano alla nitrificazione negli acquari marini e che gli AOA siano i principali attori nella nitrificazione negli acquari d’acqua dolce più stabili.

I risultati di questo studio rispondono anche alla domanda a lungo irrisolta riguardo la nitrificazione negli ambienti dei filtri biologici.
Ad esempio, la scoperta che l’abbondanza dei geni amoA batterici possa essere ordini di grandezza inferiore rispetto ai geni 16S rRNA (Tabella S1) fornisce una spiegazione del fatto che studi precedenti non siano stati in grado di rilevare Nitrosomonas spp. con sonde geniche [5], nonostante la capacità di rilevare Nitrosomonas spp. con PCR nella maggior parte dei campioni [7].
I metodi di ibridizzazione delle sonde hanno capacità di rilevazione limitata per geni che rappresentano meno dell’1% del totale [17], mentre l’alta sensibilità della PCR può consentire di rilevare anche una singola copia di un gene, se l’amplificazione non è inibita.
Le popolazioni relative di AOB negli acquari marini erano generalmente maggiori di quelle negli acquari d’acqua dolce (Fig. 1), ciò può spiegare la capacità di rilevare Nitrosomonas spp. sia con l’ibridizzazione delle sonde sia con l’amplificazione della PCR [5, 7, 8].

Per una varietà di geni nei batteri, inclusi sia i geni 16S rRNA e amoA, i numeri di copie dentro una cellula sono variabili e spesso maggiori di uno e, pertanto, non possono essere utilizzabili come una diretta misura della popolazione.
Al contrario, i genomi disponibili per alcuni rappresentanti degli AOA, inclusi Ca. N. maritimus [18] e Ca. C. symbiosum [12], suggeriscono che le cellule degli AOA contengano una sola copia ciascuno dei geni amoA e 16S rRNA.
È ignoto se tutti i Thaumarchaeota posseggano geni per l’ossidazione dell’ammonio. Tuttavia sono stati identificati geni 16S rRNA fino a 100 volte maggiori in numero rispetto ai geni amoA [19], suggerendo che alcune linee di Thaumarchaeota non ottengano energia ossidando l’ammonio.
Alcuni filtri esaminati in questo studio (es: FW2, FW27, SW4; Tabella S1) hanno portato ad un numero di copie del gene amoA approssimativamente uguale a quello del gene 16S rRNA, ciò implicando che tutti i Thaumarchaeota presenti in questo acquari posseggano geni amoA e presumibilmente ossidino l’ammonio.
È interessante osservare che altri acquari contenessero geni 16S rRNA in numero maggiore per ordini di grandezza rispetto ai geni amoA (es: FW11, FW12, SW8; Tabella S1), cosa che può implicare l’esistenza di linee di Thaumarchaeota che non ossidano l’ammonio.

La varietà di geni amoA degli AOA era variabile fra i vari filtri raccolti in questo studio (Fig. 3A e B), con pattern della DGGE variabili da semplici con poche bande fino a complessi con oltre 10 bande distinguibili. Oltre a questo, molte bande erano condivise fra vari filtri in posizioni diverse.
Lo scaling multidimensionale delle impronte da DGGE ha mostrato che le impronte erano ampiamente separate in uno spazio bidimensionale. Tuttavia le impronte di alcuni campioni d’acqua dolce erano intermedie ai gruppi principali d’acqua dolce e salata (Fig. 3C).
Le sequenze derivanti da queste impronte intermedie sono finite in un cluster di sequenze contententi approssimativamente uguali proporzioni di cloni di acqua dolce e salata (cluster 1, Fig. 4).
Un’ispezione visiva dei profili della DGGE (Fig. 3A e 3B) ha suggerito un possibile spostamento del contenuto di G+C del gene amoA tra i campioni d’acqua dolce e salata e questo è probabilmente un fattore chiave nella separazione osservata. Questo andamento è stato supportato dalle librerie di cloni, che indicavano che le sequenze di amoA degli AOA avevano un contenuto medio di G+C maggiore rispetto alle controparti di acqua salata.
Le implicazioni ecologiche di queste scoperte devono ancora essere determinate, ma pongono alcune ipotesi interessanti per ricerche future.
Lo scaling multidimensionale delle sequenze delle librerie clone del gene amoA dei Thaumarchaeota (Fig. 4) ha rivelato che le sequenze  dei geni amoA si raggruppano in cluster distinti; ciò supporta la separazione osservata nell’analisi dei profili DGGE.
I cluster contenevano principalmente sequenze di acqua salata (come i cluster 2 e 3, Figura 4), mentre un cluster (cluster 1, Figura 4) conteneva approssimativamente uguali proporzioni di sequenze d’acqua dolce e salata.
Basandosi sullo scaling multidimensionale sia dei profili DGGE sia delle sequenze di gni, la salinità appare come un fattore importante nella differenziazione degli AOA. Nonostante tutto, questi risultati suggeriscono che almeno alcune sequenze sono simili nei vari ambienti, un’osservazione che può indicare allotolleranza di alcuni filotipi.
Nonostante un’incompleta separazione delle sequenze di geni amoA degli AOA, la maggior parte (>80%) delle sequenze di acqua dolce si è raggruppata con sequenze derivanti da un ventaglio di ambienti d’acqua dolce, compresi sedimenti lacustri, acque reflue, risaie, laghi e fiumi (Fig. 4).
Questo raggruppamento conferma le precedenti prove di un adattamento di nicchia degli AOA [es: 20, 21] e suggerisce che gli acquari possano fornire un prezioso microcosmo per indagare l’ecologia degli AOA acquatici.

Sebbene le copie di geni amoA dei Thaumarchaeota possano essere migliaia di volte più abbondanti dei geni amoA betaproteobatterici in alcuni ambienti marini [22] e terresti [23], la contribuzione relativa degli AOA e degli AOB nell’ossidazione dell’ammonio e i fattori che influiscono sulla loro attività sono difficili da confermare.
La concentrazione di ammonio può essere un fattore importante per l’ossidazione dell’ammonio da parte di batteri e Thaumarchaeota.
Studi recenti hanno portato prove che gli AOB siano gli organismi dominanti per quanto concerne l’ossidazione dell’ammonio in ambienti terrestri e acquatici ricchi di ammonio. Ad esempio, uno studio recente ha usato del diossido di carbonio marchiato e fornito ammonio nel terriccio per dimostrare che il carbonio marchiato è stato assimilato principalmente negli acidi nucleici dei nitrificatori batterici [24].
Foesel e colleghi (2008) hanno trovato che gli AOB tipo Nitrosomonas erano numericamente dominanti nei sistemi di filtrazione biologica di un allevamento marino che ricevevano alti contenuti di ammonio (da 340 a 1700 μg/l). Oltre a questo, la dominanza numerica e metabolica degli ossidatori di ammonio batterici in presenza di grandi concentrazioni ammonio è coerente con uno studio precedente [7] che indagava l’insediamento di batteri inoculati nei biofiltri degli acquari in cui veniva inserito ammonio (5-60 mg/l di NH₃). In aggiunta, la maggior parte degli impianti fognari con elevate concentrazioni di ammonio in ingresso sono dominati da popolazioni di AOB [25, 26].

La predominanza di AOA in condizioni di scarsità di ammonio è ora ben confermata nei suoli stabili [27, 28, 29].
Tuttavia, il ruolo dell’ammonio nel regolare le popolazioni di ossidatori negli ambienti acquatici non è stata ancora ben studiata.
Che gli AOA siano meglio adattati ad ambienti a bassa concentrazione di ammonio è supportato dal presente studio con i filtri d’acquario, dove le concentrazioni di ammonio sono mantenute ad un livello basso e costante e certamente ben sotto 1 mg/l in tutti gli acquari osservati (Tabella S1, Fig. 3).
La maggior parte degli acquari d’acqua dolce con basse concentrazioni di ammonio (<100 μg/l) è associata con una proporzione più alta di AOA e una significativa correlazione inversa è stata identificata (Fig. 2 e Tabella S3).
Per le analisi statistiche, l’inclusione di campioni con concentrazioni di ammonio medio-alte sarebbe stata preferibile; tuttavia gli acquari stabili e ben tenuti hanno normalmente bassi livelli di ammonio per assicurare la salute dei pesci e, di conseguenza, non siamo stati in grado di individuare acquari con elevate concentrazioni di ammonio nei tempi previsti per questo studio.
I risultati di questo studio suggeriscono che la concentrazione di ammonio negli ambienti d’acqua dolce sia un importante parametro per determinare l’abbondanza relativa degli AOA e degli AOB. Questi risultati sono coerenti con gli altri studi che hanno individuato geni amoA degli AOA in ambienti dalle basse concentrazioni di ammonio e hanno dimostrato un’attività corrispondente [30, 31, 32]. Oltre a questo, la cinetica della crescita di Ca. N. maritimus str. SCM1 ha dimostrato una costante di mezza saturazione (K_m) per l’ammonio sostanzialmente più bassa rispetto a rappresentanti degli AOB [33] e simile a quella degli acquari campionati nel presente studio.
Tuttavia, poiché Ca. N. maritimus è il solo rappresentante degli AOA di cui esistano studi di cinetica, rimane poco chiaro se tutti gli AOA siano adattati in maniera analoga a condizioni oligotropiche e dimostrino un’alta affinità per l’ammonio. Ad esempio, il recentemente isolato Nitrososphaera viennensis tollera concentrazioni di ammonio fino a 20 mM [34], che è considerevolmente più alta delle concentrazioni inibitorie di 2-3 mM che sono state osservate per Ca. N. maritimus e Ca. N. gargensis [14, 33].

Sebbene la concentrazione di ammonio rilevabile negli acquari stabili di acqua dolce sia tipicamente bassa, come conseguenza dell’ossidazione dell’ammonio, la preferenza di elevate concentrazioni di ammonio da parte degli AOB suggerisce un loro possibile ruolo all’avvio dell’acquario, quando le concentrazioni di ammonio possono raggiungere livelli pericolosi per i pesci. In aggiunta, la concentrazione di ammonio è stta positivamente e significativamente correlata con il numero di pesci per gallone di acqua dell’acquario (Tabelle S2 e S3), suggerendo che gli AOB possano essere importanti anche negli acquari sovrappopolati con concentrazioni cronicamente elevate di ammonio.

Questo studio ha identificato che gli AOA siano i principali microorganismi ossidatori dell’ammonio nei filtri degli acquari d’acqua dolce.
Le concentrazioni di ammonio erano significativamente ed inversaamente correlate col rapporto AOA:AOB.
Le sequenze di geni amoA degli AOA erano ampiamente raggruppate con altre sequenze associate ad ambienti d’acqua dolce.
Questo lavoro fornisce un punto di partenza per studi futuri sulla nitrificazione negli acquari e sull’ecologia degli AOA.
Gli acquari possono servire come preziosi microcosmi per investigare i fattori che influiscono sulle dinamiche degli AOA e degli AOB sia negli ambienti naturali sia nelle comunità artificiali, quali sistemi di trattamento delle acque reflue, impianti di acquacoltura, laghi, fiumi ed oceani.

Materiali e metodi

Campionamento

Filtri biologici di acquari d’acqua dolce e marina sono stati presi a campione in negozi di acquariologia e in abitazioni private a Waterloo, Kitchener e Cambridge (Ontario, Canada) tra il giugno e il dicembre del 2009 (Tabella S1).
Un totale di 27 acquari d’acqua dolce e 8 acquari marini sono stati analizzati per questo studio; fra i tipi di filtro osservati abbiamo filtri a spugna, ad ovatta e rocce vive e tutti i filtri racconti avevano cotone o materiale sintetico (es: nylon).
I campioni di filtro sono stati raccolti con forbici e pinze passate alla fiamma, tagliati in fette sottili (1×1×3 cm circa). Tutti i campioni sono stati posti in contenitori da 50 ml, sterili, e conservati in ghiaccio fino all’arrivo ai laboratori entro le successive poche ore.
Campioni di acqua degli acquari sono stati raccolti in provette da 50 ml, sterili, e conservati in ghiaccio prima di essere congelati a -80 °C. Da notare che sono stati raccolti più campioni per questo studio ma non sono stati poi inclusi nel lavoro a causa di una scarsa resa di acidi nucleici o mancanza di amplificazione dei geni.
Il filtro di uno degli acquari (FW27) è stato campionato quattro volte nel corso di due anni per valutare la stabilità dei rapporti AOA:AOB e l’acqua è stata analizzata varie volte (nel corso di sei mesi e, per un giorno, ogni ora) per valutare la stabilità della concentrazione di ammonio in un dato acquario.
Il pH è stato misurato per tutti i campioni d’acqua con un pHmetro DELTA 320 (Mettler Toledo, Columbus, OH). Le concentrazioni di ammonio sono state misurate per via fluorometrica, secondo un metodo precedentemente pubblicato [35], usando un fluorometro TD 700 (Turner Designs, Sunnyvale, CA) e calcolate dalle curve lineari standard. Gli altri parametri chimici sono stati valutati con dei semplici kit commerciali (Quick Dip Aquarium Multi-Test Kit, Jungle Laboratories Corporation, Cibolo, TX). Tutte queste informazioni sono contenute nella Tabella S1.
Abbiamo campionato anche 8 filtri da acquari marini e due attivatori batterici, per confronto (Tabella S1).
Gli attivatori batterici (tipicamente flaconi con sospensione liquida) sono progettati per aiutare l’insediamento negli acquari appena avviati con batteri nitrificanti attivi, per mantenere bassi i livelli di ammonio e nitriti durante i primi 1-2 mesi dall’allestimento. Gli attivatori batterici analizzati sono stati Cycle (SP1; Rolf C. Hagen Inc., Montreal, Canada) e Bio-Support (SP2; Big Al’s Distribution Centre, Niagara Falls, NY).

Estrazione del DNA

Una tecnica basilare di estrazione di acidi nucleici [36] è stata adattata per estrarre gli acidi nucleici dalle spugne filtranti che erano state tagliate in piccoli pezzetti con forbici sterilizzate sulla fiamma.
Una dose (15 ml) di attivatore batterico è stato centrifugata a 7,000×g per 30 minuti, quindi sospesa in un buffer di lisi per l’estrazione. Un’estrazione per bead-beating è stata effettuata seguendo i protocolli consueti con minime modifiche. Gli acidi nucleici sono stati estratti da un eguale volume di materiale filtrante piuttosto che da un eguale peso, a causa della variazione della porosità dei supporti biologici. La natura porosa dei mezzi filtranti hanno richiesto la decantazione del buffer di estrazione fenolo-cloroformico-CTAB lontano dalle spugne dopo la rottura delle cellule, prima della centrifugazione e della separazione delle fasi organiche e liquide.
Per far precipitare gli acidi nucleidi purificati, sono stati usati due volumi di soluzione di glicole polietilenico (PEG – 30% PEG 6000 e 1.6 M NaCl) in combinazione con poliacrilammide (AppliChem, Darmstadt, Germania) come co-precipitante per evitare di introdurre DNA esoggeno, trovato in soluzioni commerciali di glicogeno [37].
Tutti gli estratti sono stati separati su gel di agarosio all’1% con tinta per acidi nucleici Gel Red (Biotium, Hayward, CA), visualizzati con AlphaImager HP (Alpha Innotech Corporation, Santa Clara, CA) e quantificati densiometricamente per comparazione con diluzione di quantità note di lambda DNA (New England Biolabs, Pickering, Canada) usando il software AlphaView (Alpha Innotech Corp.).

PCR quantitativa real-time

La quantificazione dei geni amoA degli AOA e degli AOB è stata effettuata usando i primer Arch-amoAF e Arch-amoAR [38] e amoA-1F e amoA-2R [39], rispettivamente.
I geni 16S rRNA dei Thaumarchaeota e dei batteri sono stati quantificati usando i primer 771F e 957R [40] e 341F e 518R [41] rispettivamente.
Le amplificazioni in tempo reale sono state eseguite in duplicato con un volume di reazione di 12.5 µl, il quale conteneva 2×iQ SYBR Green Supermix (Bio-Rad, Mississauga, Canada), 5 pmol di ogni primer, 5 µg di siero di albumina bovino e 1 µl di template.
La PCR in tempo reale è stata effettuata su un sistema CFX96 (Bio-Rad). Per entrambi i geni 16S rRNA, le condizioni per la PCR sono state: 95 °C per 3 minuti seguiti da 40 cicli di 95 °C per 20 secondi, 55 °C per 30 secondi e 72°C per 30 secondi (con i valori della fluorescenza registrati dopo il passo di estensione). Per i geni amoA, le condizioni della PCR erano le stesse, eccetto per un tempo di estensione di 1 minuto ed una temperatura di annealing di 60 °C e 58.5 °C per i geni amoA di batteri e Thaumarchaeota, rispettivamente. Per tutte le reazioni di amplificazione, le curve di fusione da 65 °C a 95 °C sono state effettuate dopo ogni fase con un incremento di temperatura di 0.5 °C.

Amplicon sono stati usati come template stardard del DNA e sono stati generati usando i primer indicati in precedenza, per i rispettivi geni. Abbiamo usato DNA genomico dall’acquario FW27 per generare gli standard per i geni amoA e 16S rRNA. DNA genomico da Escherichia coli è stato usato per generare geni strandard 16S rRNA.
Le curve standard sono state costruite usando diluizioni consecutive di DNA standard confrontate con la soglia ciclo (Ct) per ogni diluizione. L’efficienza dell’amplificazione è variata dal 90.6 al 98.2% e i coefficienti di determinazione (R²) tra 0.988 a 0.999.
Le curve di fusione calcolate per ogni sequenza ha mostrato picchi singoli e tutti i prodotti della PCR sono stati verificati su gel di agarosio all’1%.
I numeri delle copie di DNA di partenza per ogni campione sono stati calcolati dalle equazioni di regressione lineare di ogni curva standard.

Elettroforesi su gel in gradiente denaturante

L’analisi con DGGE dei geni amoA degli AOA è stata eseguita come descritta in precedenza [42], con piccole modifiche. I campioni sono stati posti su gel di acrilammide al 6%, che ha fornito una migliore risoluzione di quello all’8% (dati non mostrati).
I geni amoA degli AOA sono stati amplificati usando i primer CrenamoA24f e CrenamoA616r con cicli termici descritti [43].
Il sistema DGGE usato era DDGEK-2401 (CBS Scientific Companu, Del Mar, CA) usando modifiche tecniche precedentemente descritte [11].
I gel sono stati fatti andare per 15 ore a 85 V e quindi successivamente colorati con verde SYBR (Invitrogen) per 1 ora. I gel sono stati scansionati usando un Typhoon 9400 Variable Mode Imager (GE Healthcare, Piscataway, NJ).
Le bande individuali sono state escisse, amplificate (usando i metodi sopra descritti) e sequenziate. Dalle immagini originali su gel, le impronte sono state normalizzate per allineamento con GelCompar II (Applied Maths, Austin, TX) e un grafico di scaling multidimensionale non metrico (NMDS) è stato generato basandosi sull’indice di correlazione di Pearson delle curve densiometriche a cui è stato sottratto il background.

Librerie clone e analisi

Gli amplicon per il sequenziamento sono stati generati usando Arch-amoAF e Arch-amoAR, con cicli termici descritti in precedenza [38].
I composti di campioni di acqua dolce e salata sono stati prodotti raggruppando uguali quantità da 1 ng di prodotti della PCR da tutti i campioni di acqua dolce e salata, rispettivamente.
I prodotti della PCR composita sono stati ligati nel pGEM^®-T Easy Vector (Promega, Madison, WI) secondo il protocollo del produttore. Le singole colonie sono state raccolte casualmente e cresciute in un terreno Luria-Bertani contentente ampicillina (100 µg/ml); a seguire estrazione dei plasmidi e sequenziamento con il primer M13f.
Un totale di 288 e 96 cloni è stato sequenziato per le librerie composite, rispettivamente per acqua dolce e acqua salata.
Tutte le analisi dei gradienti sono state effettuate utilizzando sequenze di amminoacidi tradotte. Le sequenze di DNA derivate dalle bande della DGGE e dalle librerie clone sono state tradotte usando dna2pep [44]. Dopo aver scartato le sequenze con codoni di stop, sono rimasti un totale di 261 cloni di acqua dolce e un totale di 84 di acqua salata.
Le sequenze di riferimento sono state ottenute da GenBank per i cloni ambientati così come per i rappresentanti degli AOA.
L’insieme delle sequenze è stato allineato usando MUSCLE [45] e l’allineamento risultante è stato ritagliato in maniera da avere tutte le sequenze estese lungo la regione degli stessi 160 amminoacidi.
Tutte le posizioni nell’allineamento sono state usate per l’analisi.
Una matrice di distanza è stata prodotta usando protdist [46] e scalata dallo scaling multidimensionale non metrico usando il pacchetto MASS [47].
Tutte le sequenze di DNA generate in questo studio sono state inviate a Genbank con numeri di accesso JN183456-849.

Analisi statistiche

L’indice di correlazione di Peason e i coefficienti di determinazione sono stati calcolati con Excel 2010 (Microsoft, Redmond, WA) e i valori p associati sono stati calcolati con InStat 3 (GraphPad Inc, San Diego, CA). I test t indipendenti sono stati utilizzati per comparare le medie di contenuto G+C tra le sequenze di acqua dolce e salata e sono stati calcolati con InStat 3.

Materiali di supporto

Figura 1

Distribuzione relativa dei geni 16S rRNA (A) e amoA (B) per batteri e Thaumarchaeota in acqua salata (SW1-SW8) e acqua dolce (FW1-FW27) e negli attivatori batterici (SP1 e SP2).
Questi dati sono stati calcolati dalla qPCR.

Figura 2

Le copie di geni amoA degli AOA sono espresse come percentuale rispetto al totale di geni amoA degli AOA (per ng di DNA). Il coefficiente R² per la regressione lineare è 0.7249. Il coefficiente di correlazione di Pearson (r) è -0.8518 con un valore p associato <0.001. Vedere la Tabella S1 per tutti i dati.

Figura 3

Le impronte di acqua salata (A) e acqua dolce (B) sono state normalizzate e allineate. Le bande scelte per il sequenziamento sono indicate con dei triangoli: i triangoli bianchi corrispondono alle bande che appaiono nella Figura 4. I triangoli neri rappresentano i sequenziamenti falliti.
Il raggruppamento delle impronte di acqua dolce e salata (C) è mbasato sullo NMDS usando la correlazione di Pearson delle curve densitometriche.

Figura 4

Le sequenze sono state ottenute da librerie clone e le bande della DGGE dai campioni dei filtri biologici. Il pannello in alto a destra fornisce un riassunto del numero delle librerie clone contenute in ogni cluster.
Le sequenze ottenute dalle bande della DGGE corrispondono ai triangoli bianchi della Figura 3 e sono etichettate con il campione e i numeri di banda.
Per comparazione, sono state incluse delle sequenze di cloni da Genbank e sequenze di riferimento.
I numeri di accesso per tutte le sequenze sono indicati fra parentesi.

Figura S1

Nella figura è mostrato l’andamento della concentrazione di ammonio nel corso di vari mesi del 2010 e ora per ora nel corso di mezza giornata.
Nella parte inferiore è invece mostrata il rapporto AOA/AOB nel filtro dell’acquario FW27 in quattro momenti nel corso di due anni.

Tabella S1

Tabella S2

Tabella S3

Riconoscimenti

La presente ricerca è dedicata a Roger Knowles (1929-2009).
Ringraziamo i negozi locali e i membri della Kitchner Waterloo Aquarium Society (KWAS) per la loro partecipazione entusiasta a questo studio, fornendoci i campioni dei filtri.

Contributi degli autori

Progetto degli esperimenti: JDN LAS
Esecuzione degli esperimenti: LAS KE JCS
Analisi dei dati: LAS APM JDN
Scrittura paper: LAS JDN
Raccolta e lavorazione dei campioni: RP

Riferimenti

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Informazioni riguardanti l’articolo originale

Citazione: Sauder LA, Engel K, Stearns JC, Masella AP, Pawliszyn R, et al. (2011) Aquarium Nitrification Revisited: Thaumarchaeota Are the Dominant Ammonia Oxidizers in Freshwater Aquarium Biofilters. PLoS ONE 6(8): e23281. doi:10.1371/journal.pone.0023281
Editor: Jack Anthony Gilbert, Argonne National Laboratory, United States of America
Ricevuto 30 giugno 2011; Accettato 11 luglio 2011; Pubblicato 16 agosto 2011
Copyright: ©2011 Sauder et al. Questo è un articolo di libero accesso (open-access) distribuito nei termini della licenza Creative Commons Attribuzione, che permette uso, distribuzione e riproduzione senza vincoli e con ogni mezzo, purché siano indicati gli autori originali e la fonte.
Finanziamento: Questa indagine è stata finanziata dal Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada (NSERC). I finanziatori non hanno partecipato in alcun modo al progetto dello studio, alla raccolta o all’analisi dei dati, alla decisione di pubblicare o alla preparazione del manoscritto.
Conflitto di interessi: Gli autori hanno dichiarato l’assenza di qualsiasi conflitto di interessi.
^* E-mail: jneufeld[a t]uwaterloo.ca
^¤ Indirizzo aggiornato: Department of Medicine, Faculty of Health Sciences, McMaster University, Hamilton, Ontario, Canada

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Dopo aver visto quali siano i nutrienti necessari per le piante, questo articolo sarà utile come base per altri articoli – che usciranno più avanti – riguardanti i vari nutrienti per le piante d’acquario.
L’articolo si concentrerà soprattutto sul ruolo dei chelanti nella fertilizzazione, ma accenneremo brevemente anche al problema dei metalli pesanti e al DOC.

Iniziamo subito!

Perché i chelanti?

Fra i vari nutrienti richiesti dalle piante, alcuni sono elementi metallici come, ad esempio, il ferro, il manganese, il rame e lo zinco.

Il nostro obiettivo, come fertilizzatori, è quello di far arrivare questi nutrienti alle piante, evitando che vadano a combinarsi con altri elementi e mantenendoli in forme facilmente assimilabili.

I sali degli elementi nutritivi

Normalmente, infatti, quando usati come concimi, questi elementi sono in forma di cosiddetti sali, non sono cioè puri ma sono formati da più ioni.
Gli ioni possono essere carichi o positivamente o negativamente e vengono detti, rispettivamente, cationi e anioni.

Un esempio di sale è… il sale da cucina – il cloruro di sodio NaCl – composto dagli ioni sodio (Na⁺) e cloro (Cl^–).

Fra i concimi, un sale molto comune del rame è il solfato di rame (CuSO₄), la famosa polvere azzurrina che si usa, diluita in acqua, come anticrittogamico per la vite e altre piante.

Se inserissimo questi metalli con i loro sali, i sali si dissocierebbero in acqua, separandosi negli ioni che li compongono.
Per esempio, il sale da cucina, in acqua, si separa così…

NaCl → Na⁺ + Cl^–

… mentre il solfato di rame si dissocia nel seguente modo:

CuSO₄ → Cu²⁺ + SO₄^2-

Come si può vedere, l’elemento nutritivo (il rame, Cu) è uno ione, in questo caso un catione, carico positivamente.
Questo accade non solo con il rame ma anche con altri elementi nutritivi, come il ferro (Fe²⁺ o Fe³⁺), il manganese (Mn²⁺), lo zinco (Zn²⁺) etc.

Che problemi danno gli ioni?

Vediamo ora i problemi più comuni che incontrano gli ioni nel loro percorso dal flacone di fertilizzante alla pianta.

Gli ioni fanno fatica ad “entrare” nelle radici

Gli elementi nutritivi entrano nelle piante attraverso i cosiddetti pori, specie di “porte” che consentono l’ingresso degli elementi nutritivi nei tessuti della pianta.
I pori sono però carichi negativamente: non appena uno ione positivo, come quello di molti nutrienti, si avvicina al poro, viene attratto dal poro stesso, come una calamita attrae il ferro.
L’elemento nutritivo rimane quindi “incollato” al poro senza poterci entrare con facilità.
Un po’ come trovarsi spalmato di colla lo zerbino di casa.

Gli ioni si combinano con altri ioni

Sempre per lo stesso motivo, questi elementi nutritivi, generalmente ioni positivi, possono combinarsi con altri ioni negativi, normalmente presenti in acqua, come l’anione fosfato (PO₄^3-) o l’anione bicarbonato (idrogenocarbonato, HCO₃^–), formando dei composti difficilmente utilizzabili dalle piante. Questo fenomeno è spesso detto precipitazione.

Ad esempio, gli ioni di ferro (Fe³⁺) possono combinarsi con gli ioni fosfato per formare un composto detto fosfato ferrico (FePO₄) oppure combinarsi con ioni idrossile per formare idrossido di ferro (FeOH₃).
Il fosfato ferrico e l’idrossido di ferro sono insolubili, dunque non si separano più nelle loro due componenti e sono quindi pressoché inutilizzabili da parte delle piante: abbiamo perso nutrienti fondamentali!

Per curiosità, le resine anti-fosfati funzionano generalmente proprio così, facendo combinare ferro e fosfati in composti insolubili e, dunque, praticamente inutilizzabili.

La tossicità dei metalli pesanti

Questo aspetto non è correlato particolarmente con la fertilizzazione tuttavia, già che ci siamo, direi di parlarne brevemente.

I cosiddetti metalli pesanti sono elementi che possono essere nutrienti essenziali in tracce per gli organismi (come il ferro, lo zinco, il rame…) oppure elementi inquinanti, come il piombo, l’arsenico, il mercurio etc.

Poiché in natura questi elementi sono diffusi, gli organismi nel corso dell’evoluzione hanno sviluppato meccanismi di difesa da questi elementi tossici, che spesso consistono nel legare l’elemento tossico in maniera che possa essere spostato all’interno dell’organismo e non possa combinarsi dove non dovrebbe.
Infatti uno dei principali meccanismi di tossicità dei metalli pesanti è quello di sostituirsi all’atomo necessario per l’attività di un enzima, proteina o altra struttura, impedendone il corretto funzionamento.

Come vedremo, i chelanti possono aiutare da questo punto di vista.

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• maschere di bellezza e purificanti per il viso
• impacchi contro cellulite e dolori articolari
• componente di dentifrici e shampoo
• detossificante e purificante, sia per uso esterno, sia per uso interno.

E noi acquariofili gentili e simpaticoni, che possiamo farci? Certamente non un cataplasma ai pesci!
Tuttavia l’argilla verde può effettivamente avere qualche uso interessante in acquario.
Vediamo!

Argilla verde in acquario

Iniziamo col vedere brevemente che cosa sia l’argilla verde.

L’argilla verde

L’argilla verde è composta da un miscuglio di sostanze di origine inorganica, ovvero non contenenti atomi di carbonio.

Le principali componenti dell’argilla verde sono:

• ossido di silicio o silice (SiO₂)
• ossido di alluminio o allumina (Al₂O₃)
• ossido di calcio (CaO)
• ossido ferrico (Fe₂O₃), tra l’altro è la causa del colore verdastro dell’argilla verde
• altre componenti minori, quali composti di: titanio, magnesio, potassio, sodio e vari elementi traccia.

Se l’argilla è di buona qualità, non dovrebbe contenere sabbia, gesso o altre componenti, spesso usate come riempitivi.

Data la composizione, l’argilla verde è dotata di una notevole capacità di scambio ionico, che può tranquillamente arrivare a 15-20 meq/100 grammi – un valore di tutto rispetto.
Il pH, invece, risulta leggermente alcalino, attorno a pH 8.

L’argilla verde ventilata in acquario

Per gli utilizzi in acquario, è consigliabile usare l’argilla verde ventilata: questa dicitura specifica che l’argilla è stata essiccata al sole e all’aria (e non in un forno) e che la sua granulometria è particolarmente fine.

A cosa serve l’argilla verde in acquario?

Arriviamo ora al punto focale dell’articolo: quali sono gli utilizzi dell’argilla verde ventilata in acquario?

Come abbiamo appena visto, l’argilla verde ha una notevole capacità di scambio ionico. Oltre a questo, ha notevoli capacità adsorbenti e flocculanti.
Contiene, infine, vari elementi traccia, che possono tornare utili a pesci e piante (anche se l’integrazione di oligoelementi non è l’utilizzo di elezione dell’argilla verde).

Effetti dell’argilla verde in acquario

In acquario, quindi, ha questi effetti:

• Effetto flocculante e chiarificatore – si lega a varie particelle in sospensione. Tra le “particelle” possiamo annoverare pure batteri e microalghe, a cui l’argilla può legarsi. L’insieme particella+argilla è più grosso e pesante e, quindi, o si deposita sul fondo o viene bloccato dal filtraggio meccanico. Questo processo, tra l’altro, è usato anche dagli acquedotti per chiariflocculare l’acqua, eliminando sostanze indesiderate dall’acqua.
• Effetto legante – non propriamente come un chelante, tuttavia le particelle di argilla possono legarsi a varie sostanze tossiche (metalli pesanti liberi, ammonio; talvolta anche erbicidi e farmaci…), dimuendone la pericolosità.
• Effetto protettivo per la mucosa dei pesci.
• Effetto lenitivo in caso di ferite, escoriazioni ed altro sulla pelle, sulle pinne o sulle scaglie dei pesci.

Giusto per dare alcune idee del potere di “pulizia” delle argille, basti pensare che alcuni tipi di argilla vengono usati per decontaminare materiali e persone colpite da agenti chimici o biologici. Ne sono un esempio le argille smectiche date alla popolazione in seguito al disastro di Chernobyl o fornite ai militari nei kit di sopravvivenza.

Quando usare l’argilla verde in acquario

In acquario, è possibile usare l’argilla verde ventilata principalmente in caso di problemi con i pesci. Se abbiamo pesci stressati, feriti o che comunque danno segni di disagio, un trattamento con argilla può essere d’aiuto. L’argilla, infatti, ha proprietà lenitive e calmanti,  oltre a poter migliorare la risposta immunitaria – il pesce sente meno fastidio o dolore, dunque si tranquillizza ed è meno stressato; un pesce meno stressato ha una risposta immunitaria migliore.

Un trattamento si può anche fare se si vuole rendere molto limpida l’acqua, invece di usare flocculanti per acquariofilia di composizione ignota.

Avvertenze sull’uso dell’argilla verde

Come si può intuire, l’argilla verde aiuta a risolvere i sintomi del problema ma non le cause.
Pertanto il trattamento con argilla si può fare per aiutare i pesci nel superare la fase critica del problema, tuttavia bisogna, contemporaneamente, cercare di individuare le cause.

Ad esempio, se abbiamo pesci feriti perché abbiamo messo specie territoriali in un acquario troppo piccolo, che si scontrano in ogni momento, il trattamento con argilla verde è pressoché inutile – conviene prima sistemare la popolazione, in un allestimento adeguato.

Analogamente, se in acquario abbiamo abbiamo esagerato col fertilizzante o ci è scivolato mezzo flacone di fertilizzante con oligoelementi, l’argilla può aiutare, ma forse prima è meglio fare un bel cambione d’acqua per eliminare fisicamente il concime in eccesso.

Stessa cosa per le nebbie batteriche, specialmente all’avvio: sono normali e di solito se ne vanno da sole, non appena i batteri che le compongono si insediano nel filtro, negli arredi e nel substrato. Usare un flocculante (come l’argilla verde) elimina visivamente la nebbia batterica ma non accelera la maturazione dell’acquario.

Come fare il trattamento con argilla verde in acquario

Il trattamento con argilla verde è piuttosto facile da fare.

Materiale necessario

Innanzitutto è necessario procurarsi dell’argilla verde ventilata, che si può trovare con facilità online o in una qualsiasi erboristeria.
Il prezzo si aggira attorno ai 10 euro al kilogrammo, per un’argilla di buona qualità, tuttavia già con una confezione da 500 grammi si possono fare diversi trattamenti in acquario.

In particolare, ho usato l’Argilla verde superventilata della Erbex, con cui ho già fatto vari trattamenti con successo in acquari con discus.

Nomino questa marca perché è quella che ho usato, tuttavia è ragionevole pensare che qualsiasi altra marca di argilla verde vada bene. Basta verificare che sia argilla verde ventilata, pura, senza aggiunta di alghe, oli, oligoelementi o altro.

Poi sono necessari dei contenitori in cui andrà messa dell’acqua (meglio se da osmosi inversa, RO). Personalmente consiglio di usare delle bottiglie da 3-5 litri, come quelle usate nelle cantine per vendere il vino. Se non ne avete a disposizione, vanno bene delle normali bottiglie da 1,5-2 litri per bibite o acqua.
Indicativamente, servono 2 litri di contenitore e di acqua RO per ogni 100 litri di acqua di acquario da trattare.

Ad esempio, per trattare un 300 litri serviranno 6 litri di contenitore e 6 litri di acqua da osmosi inversa.

Preparazione dell’argilla

L’argilla non va buttata direttamente in acquario, mi raccomando!
Si rischia di fare danno, poiché sarà impossibile scioglierla bene e ci metterà un sacco di tempo a depositarsi, oltre a sovradosare.

Per prima cosa, prendere i contenitori in numero necessario in base alle dimensioni dell’acquario e mettere un cucchiaino da tè colmo di argilla per ogni litro d’acqua (non è necessario essere troppo precisi con la dose, poi si capirà il perché).

Riempire il contenitore d’acqua RO fino a riempirlo quasi del tutto e agitare molto molto bene, per qualche minuto, finché l’argilla si sarà sciolta bene e non se ne vedrà più di depositata sul fondo.
Per facilitare l’operazione e far meno fatica, è possibile riempire il contenitore a metà, agitare bene, riempire completamente e agitare un po’ di nuovo.

Ad esempio, per il mio acquario da 300 litri, ho preparato due bottiglioni da 3 litri; in ciascun bottiglione ci sono 3 cucchiaini colmi di argilla verde ventilata.

Nota sul dosaggio: Il dosaggio dato (1 cucchiaino/litro acqua/100 litri acquario), comunque, è piuttosto prudenziale. È stato testato in acquari con discus, notoriamente delicati, e non ci sono mai stati problemi.
Siccome questa non è comunque una prova definitiva, nel caso vogliate essere più sicuri ancora, potete provare un dosaggio più basso.

Attendere qualche ora e poi agitare nuovamente i contenitori. Si dovrebbe vedere che nel frattempo l’argilla ha iniziato a ridepositarsi.

Lasciare quindi riposare per una notte (o tempo equivalente), senza toccare i contenitori.

Al mattino successivo (o dopo una decina di ore, almeno), dovremmo trovare il contenitore con acqua quasi limpida e quasi tutta l’argilla depositata sul fondo.

Prelievo e uso dell’argilla

Muovendo il meno possibile il contenitore, per non smuovere il deposito, dobbiamo cercare di prelevare solo la frazione di liquido.
L’ideale sarebbe sifonare fuori dal contenitore l’acqua, con un tubicino (ad esempio, un tubicino per aeratore).
Quindi verseremo quest’acqua argillosa, quasi limpida, in acquario.

Attesa del risultato

Appena inserita l’acqua argillosa è probabile osservare una sorta di nebbia in acquario: è l’argilla che sta flocculando.
Ciò non è nulla di preoccupante e la nebbia dovrebbe scomparire nel giro di poche ore. Se per sbaglio è stato aspirato un po’ di sedimento, la nebbia ci metterà un po’ più di tempo a depositarsi.

Nelle foto che seguono, si vedono le varie fasi del trattamento.
La nebbia iniziale è consistente poiché per errore ho mosso un po’ uno dei due bottiglioni prima di aspirare e dunque ho aspirato un po’ troppa argilla
Comunque il giorno dopo l’acqua era già piuttosto limpida, più limpida rispetto a prima del trattamento.
I pesci non hanno avuto problema alcuno, a riprova che il dosaggio dato è già di suo di prudenza.

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Effetti indesiderati dell’argilla verde in acquario

Purtroppo l’argilla qualche effetto indesiderato lo ha…

È noto, infatti, che l’argilla verde può generare stipsi, per cui non è assolutamente da escludere che possa provocare blocchi intestinali ai pesci, spesso con effetti fatali (al contrario, l’argilla bianca ha effetti lassativi).
Potrebbe inoltre dar fastidio ai pesci, specialmente alle branchie, se crea flocculi troppo grossi – controllare se i pesci danno segni di sofferenza nella respirazione!

Inoltre, l’argilla può alterare il pH dell’acquario – indicativamente l’argilla è basica, con pH attorno all’8-8.5: ciò potrebbe non essere gradito, specialmente in caso di abbondanti somministrazioni (da non fare).

Può, infine, apportare troppi oligoelementi e sostanze non desiderate (sodio, alluminio, ossidi di ferro etc), specialmente se l’argilla verde non è pura.

Queste sono le ragioni per cui non dobbiamo usare il deposito, ma solo l’acqua argillosa!
Tra l’altro, usando l’acqua argillosa si evita che ci sia troppo deposito di argilla verde sul fondo, che potrebbe essere ingerita da alcuni pesci che lì usualmente cercano cibo e si nutrono (Ancistrus, Discus, Corydoras, Mikrogeophagus etc), con tutti i problemi che questo può comportare.

Raccomandazioni generali

I trattamenti con argilla verde si possono considerare come un generico toccasana per aiutare a risolvere sintomi presenti in acquario.
Possono aiutare i pesci a guarire e a tranquilizzarsi, a rimarginare le ferite o le pinne sfrangiate, diminuendo lo stress e dunque rafforzando la risposta immunitaria dei pesci stessi. Possono inoltre ridurre la tossicità di sostanze disciolte in acquario e rendere al contempo l’acqua più limpida, per mezzo di clariflocculazione.

Siccome l’argilla può avere effetti indesiderati, è raccomandabile fare attenzione durante l’uso. In particolare:

• non inserirla direttamente in acquario, ma preparare l’acqua argillosa come abbiamo visto sopra;
• se il trattamento non ha l’effetto desiderato, non ripeterne uno subito: attendere almeno una settimana prima di ripetere, sempre con le stesse dosi (non aumentandole!);
• non effettuare più di due/tre trattamenti a distanza di una settimana/dieci giorni uno dall’altro;
• effettuare i trattamenti solo in caso di necessità, non fare trattamenti “preventivi” o a cadenza regolare.
  A dire il vero c’è anche chi fa trattamenti regolari di profilassi, ma non conoscendo bene tutti gli allestimenti e le combinazioni possibili di fattori, non mi sento assolutamente di consigliare una generale profilassi a base di argilla verde.
  Indicativamente, almeno nei miei acquari, non ho mai fatto più di uno/due trattamenti all’anno (e, su alcuni, mai fatti ).

In poche parole, quindi, sono da evitare, per quanto possibile, gli eccessi di argilla (sia in dose per singolo trattamento, sia nella ripetizione dei trattamenti), per ridurre al minimo il rischio di avere effetti indesiderati, quali blocchi intestinali o danni alle branchie.

Chiusura

Abbiamo così visto brevemente un trattamento che può avere svariate utilità, dal costo irrisorio (se confrontato con flocculanti e chiarificatori) e piuttosto facile da eseguire.
Se fatto con attenzione, seguendo le dosi esenza esagerare, il rischio di far danni è molto basso, mentre i benefici potenziali sono molto alti.

E se poi avanza dell’argilla… si può sempre usare per qualche trattamento per il corpo!

Argilla con cuore: by chezbeate, CCO (Public Domain)

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Cosa significa tutto ciò?
Vediamolo!

Capacità di scambio

I substrati e i terricci contengono al loro interno cariche elettriche nette (ovvero non in equilibrio).
In base al tipo di carica netta risultante – positivo o negativo – avremo differenti capacità di scambio.

Capacità di scambio cationico (CSC – CEC)

I substrati contenenti particelle dette alluminosilicati, ovvero cristalli composti da alluminio (Al) e silicio (Si), oppure materia organica, hanno una carica elettrica preponderante negativa, in grado di attrarre le particelle cariche positivamente, dette anche cationi.
I motivi della presenza di queste cariche negative sono sostanzialmente due:

1. rottura degli strati esterni dei silicati che li compongono, con esposizione dei “bordi”, solitamente carichi negativamente;
2. sostituzione, all’interno della struttura dei silicati, da parte di alcuni cationi, come Mg²⁺, di altri cationi più carichi, come Al³⁺.

Queste cariche negative, come abbiamo detto poco sopra, riescono ad attrarre ioni carichi positivamente (cationi), come lo ione ammonio NH₄⁺ o ioni di calcio e magnesio (Ca²⁺ e K⁺).

I cationi non sono attratti casualmente: sono attratti con forze differenti, in base a valenza e altri parametri (raggio ionico idrato etc) e sono maggiormente attratti quelli presenti in maggiore quantità.
Ad esempio, alcuni fra gli elementi nutrienti si legano in questo ordine:

H⁺ ≥ Al³⁺ > Ca²⁺ > Mg²⁺ > NH₄⁺ = K⁺ > Na

H = idrogeno, Al = alluminio, Ca = calcio, Mg = magnesio, NH₄⁺ = ammonio, K = potassio, Na = sodio

… dove a sinistra ci sono gli elementi scambiati più facilmente.
Questa serie è un tipo di serie liotropica.

Analogamente, alcuni metalli di transizione tendono a seguire quest’ordine:

Cu²⁺ > Ni²⁺ > Fe²⁺ > Mn²⁺

Cu = rame, Ni = nichel, Fe = ferro, Mn = manganese

Come si misura la capacità di scambio?

La quantità totale di carica negativa presente in un substrato è detta capacità di scambio cationico (CSC, in inglese CEC, Cation Exchange Capacity).

La CSC si misura comunemente in milliequivalenti [meq] per unità di peso; un meq equivale a 6·10²⁰ (6 seguito da 20 zeri) cariche negative.

Di seguito alcuni valori tipici per alcuni substrati. Per dare un metro di paragone, in agricoltura un terreno con una CSC superiore a 15-20 meq/100 grammi è considerato con una buona capacità di scambio:

• sabbia 3-5 meq/100 grammi
• terra argillosa 10-15 meq/100 grammi
• limo 15-25 meq/100 grammi
• argilla 20-50 meq/100 grammi
• zeolite 200-400 meq/100 grammi
• humus 300-500 meq/100 grammi (diminuisce all’aumentare del pH)

Per fare un esempio a parole, un substrato con una CSC di 10 meq/100 grammi ha 60 seguito da venti zeri cariche negative ogni 100 grammi!

Capacità di scambio anionico (CSA – AEC)

Al contrario di quanto abbiamo visto fino ad ora, differenti tipologie di substrato, contenenti alluminio e silicio in forma amorfa (non cristallizzata) e ossidi di ferro o alluminio, hanno una carica elettrica preponderante positiva, in grado di attrarre le particelle cariche negativamente, dette anche anioni.
Esempi di anioni sono lo ione solfato (SO₄^2-), lo ione nitrato (NO₃^–), lo ione fosfato (PO₄^3-), lo ione cloruro (Cl^–) o lo ione idrogenocarbonato (HCO₃^–, bicarbonato).

Il comportamento è del tutto analogo a quello dei cationi, cambia solo il segno della carica (negativa, anziché positiva).

Sulla falsariga dell’ordine di affinità dei cationi, l’ordine di legame di alcuni anioni è il seguente:

NO₃^– < Cl^– < SO₄^2- < PO₄^3-

Nitrati < Cloruri < Solfati < Fosfati

ovvero i nitrati sono debolmente legati, mentre i fosfati sono legati con maggiore forza (e lo scambio è quindi più oneroso).

La capacità di scambio anionico si misura sempre in meq/quantità di substrato o terreno, in maniera del tutto analoga alla CSC.

In realtà, la capacità di scambio anionico è generalmente minore della capacità di scambio cationico, per cui spesso si parla solo di quest’ultima. Tuttavia sono presenti (almeno) entrambe e la capacità di scambio anionico è generalmente sufficiente affinché il substrato riesca a trattenere alcuni anioni, quali solfati o fosfati.

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