Questa è la traduzione dell’articolo Hatching and Growing Brine Shrimp di Diana Walstad, nella sua versione attualmente più aggiornata di Novembre 2017.
L’originale, in Inglese, è disponibile per il download sul sito web dell’autrice.

Si ringrazia vivamente la dottoressa Walstad per aver permesso la traduzione e la pubblicazione dell’articolo!

Nota: sono state tradotte le misure del sistema consuetudinario statunitense (quarti, °F, galloni…)  nelle misure a noi più familiari; per questo motivo alcune misure risultano con valori un po’ strani.

---

Allevare e riprodurre l’Artemia

Il metodo più comune per avere dell’Artemia (Artemia franciscana) come cibo vivo per pesci prevede di schiudere ogni giorno delle uova in acqua salata appena preparata.
Questo comporta il dover preparare un sacco d’acqua e se le uova non si schiudono tutte il primo giorno – cosa che accade spesso – si sprecano diverse uova.
Più di un allevatore di pesci ha deciso che l’alimentazione con artemia viva non vale la pena.

Il mio metodo prevede di allevare l’artemia per 3-4 giorni prima di darla ai pesci. Ottengo una buona crescita, prima che i contenitori da schiusa diventino sovrappopolati. (La densità massima di artemia adulta nelle migliori condizioni – estate, Lago Mono, California – è di 6-8 adulti per litro. La densità nel Grande Lago Salato è di circa 3 per litro [1]).
L’artemia deve ancora assorbire completamente il sacco vitellino, quindi non è troppo importante il cibo che somministro loro. È ancora abbastanza piccola per gli avannotti ma, essendo cresciuta di 3-4 volte rispetto alla dimensione appena dopo la schiusa, è appetibile anche dagli adulti.

Ma un attimo… Se il mio metodo fosse così intuitivo o facile, gli acquariofili lo starebbero usando da un sacco di tempo!
Sì, è vero, posso ottenere buone schiuse in acqua pulita e appena preparata, ma l’artemia perde rapidamente valore nutritivo e muore nel giro di pochi giorni.

Suppongo che la maggior parte dei lettori conoscano le basi dell’allevamento dell’artemia e che siano in grado di farlo con successo.
Tuttavia, nonostante tutti i metodi, spesso in conflitto, presenti là fuori, descriverò il mio metodo personale. Ho notato che c’è abbastanza spazio di manovra per quanto riguarda temperatura, salinità, provenienza delle uova etc.
Ad esempio, se la temperatura dell’acqua è di 18 °C anziché 27 °C, le uova richiederanno più tempo per la schiusa, ma si schiuderanno comunque.

Guida all’allevamento dell’artemia

Raccomando agli acquariofili di cominciare in piccolo, giusto per vedere da sé come un contenitore – con pazienza – possa diventare una “culla” di artemia.

Istruzioni
Fa’ schiudere le cisti di artemia come al solito ma aggiungi un pizzico di mangime per incoraggiare la crescita batterica. Raccogli i naupli (l’artemia appena nata) il giorno successivo ma, invece di buttare l’acqua della schiusa, filtra i gusci delle uova (usando il retino apposito) e rimetti l’acqua nel contenitore. Non c’è bisogno di pulire il contenitore.

Avvia una nuova schiusa nel contenitore con l’acqua filtrata e guarda come va. Se l’acqua rimane limpida, puoi aggiungere un altro po’ di cibo. Dovresti cercare di ottenere un’acqua appena torbida, ma non troppo. E non dovrebbe puzzare. Continua ad usare la bottiglia e l’acqua per alcune settimane.
Idealmente, dovresti ottenere lo stesso tasso di schiusa del primo tentativo.
Col tempo, il contenitore diventerà “stagionato” – colonizzato da vari generi di batteri e microalghe in grado di sostenere la crescita dell’artemia.

Se il risultato è incoraggiante, prova ad usare il contenitore stagionato per far crescere l’artemia qualche giorno, prima di raccoglierla. Puoi preparare dei nuovi contenitori giusto per i naupli. In questo modo, ho avuto il polso del funzionamento dell’allevamento dell’artemia e, in aggiunta, ho aumentato il numero di contenitori nel mio sistema.

Ora ho quattro contenitori in funzione, contemporaneamente, sufficienti per alimentare i 7 acquari con guppy e i loro avannotti.
Uso delle mollette marchiate con A, B, C e D per identificare quali contenitori abbiano le colture più vecchie e quali quelle più giovani.
Generalmente avvio ogni coltura in un giorno diverso, ma il sistema è flessibile. L’artemia può essere vecchia di 3-5 giorni, in base al contenitore.

Fattori che influenzano la schiusa dell’artemia

Uova

Ho avuto risultati sostanzialmente uguali usando cisti dalla baia di San Francisco o dal Grande Lago Salato.
Tengo le uova in un contenitore sigillato, in frigorifero, e ne aggiungo circa una punta di cucchiaino (0.6 ml) in un paio di litri d’acqua salata.
Cominciando sempre con la stessa quantità di uova e la stessa acqua, posso misurare meglio l’efficacia della schiusa.
Ho notato che le colture avviate con più uova solitamente vanno bene per i primi uno o due giorni, ma non durano quasi mai 3-4 giorni.
Le uova che ho comprato nel 1990 e messo in congelatore si schiudono ancora dopo 27 anni.

Cibo

In natura, l’artemia si nutre di microalghe. Per l’allevamento, ho usato questi cibi: alga Spirulina, cibo per avannotti, lievito, tuorlo d’uovo sodo e crusca di riso.
Alimenti con molti lipidi (grassi) e proteine sono ottimi per i naupli. Il lievito è un alimento relativamente povero, poiché ha delle pareti cellulari di difficile digestione da parte dell’artemia [2].
Il cibo va inserito in particelle fini, non in pezzi grossi che inquinerebbero solo l’acqua: l’artemia è un organismo filtratore, dunque non può ingerire grossi pezzi.

Preparo un impasto con acqua e alga spirulina, usando un mortaio con pestello; tengo le tavolette secche in freezer e l’impasto in frigorifero. Quindi, quando serve, metto un po’ di impasto nei contenitori, tanto da dare una leggerissima tinta verde all’acqua.
Aggiungo una buona quantità di cibo nelle prime due settimane, soprattutto per avviare la coltura. I contenitori genereranno automaticamente nutrimento per l’artemia sotto forma di batteri e – se c’è luce – microalghe.

Luce

Ho avuto migliori rese dopo aver aggiunto illuminazione, in quantità simile a quella che uso nei miei acquari piantumati.

Le bottiglie ricevono 12 ore di luce al giorno, dall’alto. Sebbene alcuni allevatori usino luce continua, non credo sia necessaria.
Uno studio recente [3] ha mostrato che non c’è grossa differenza nell’efficienza dell’allevamento usando fotoperiodi di 2, 12 o 24 ore.

Una buona illuminazione stimola la crescita di microalghe nei contenitori. Le microalghe non solo sono una naturale fonte di cibo per l’artemia, ma queste piccole fabbriche a fotosintesi consumano ammonio e CO₂, mantenendo il pH elevato e producendo ossigeno.

Aerazione

L’aerazione dovrebbe essere delicata. L’artemia – come gli avannotti – morirà se deve combattere continuamente contro una corrente troppo forte.
Sebbene i naupli possano sopravvivere ad un’aerazione vigorosa, non è ideale.

Tengo l’aerazione bassa in maniera da avere la superficie dell’acqua praticamente ferma e non avere formazione di schiuma.
Le bolle vengono rilasciate circa ogni 30 secondi da un tubicino di vetro dal diametro di 5 millimetri, collegato ad un aeratore attraverso un tubo.

Temperatura

Le uova si schiudono nel giro di una notte a 26-29 °C, mentre a 18-24 °C possono servire 1-2 giorni. Mi chiedo quanti acquariofili abbiano gettato delle uova perfette quando non si sono schiuse nel giro di mezza giornata…
Con il mio metodo, la temperatura non importa, poiché non mi baso sulla schiusa notturna. Lascio ad ogni uovo il tempo necessario per schiudersi.

Acqua salata

Aggiungo 79 ml di sali per acquario o sale da cucina (NaCl) non iodato e 1.25 ml di bicarbonato di sodio in un contenitore da 3.8 litri, che poi riempio di acqua di rete.
Ho provato ad usare sale iodato, a volte, senza grossi problemi, ma sono tornata ad usare sale non iodato. Le istruzioni per la schiusa delle uova dalla Baia di San Francisco dicono esplicitamente di non usare sale iodato. In aggiunta, un esperto di malattie dei pesci [4] avverte dei rischi nell’utilizzo di sale iodato nel trattare le malattie dei pesci. Gli acquariofili dovrebbero anche evitare l’uso di sale da cucina contenente silicato di alluminio (NdT: additivo E554) come anti-agglomerante, che può essere tossico per l’artemia.

La densità risultante è di 1.020 grammi/cc e la salinità del 27‰ (per mille). Il bicarbonato di sodio assicura che il pH sia basico; aggiungo anche qualche guscio di ostrica per fornire un po’ di calcio.

Gli acquariofili con un’acqua di rete tenera (4 dGH o meno) potrebbero aver bisogno di usare sali appositi per acquario marino per preparare l’acqua. Questi sali automaticamente regolano il pH circa a 8.3 e contengono molti più minerali (potassio, magnesio, calcio…) del sale da cucina.
Per un periodo ho usato i sali ma ho visto che il sale da cucina funziona bene comunque. L’acqua dura e i gusci di ostrica probabilmente forniscono minerali a sufficienza.

L’artemia può essere schiusa con salinità dal 5 all’85‰ [5].
Salinità superiori a quella del mare, 35‰, sono state osservate diminuire sempre più le schiuse.
Un ricercatore [7] ha avuto schiuse e buona crescita con il 20‰; il mio 27‰ è solo un compromesso del tutto arbitrario.

Biocondizionatore

Dopo aver sciolto i sali, aggiungo un biocondizionatore che elimina i metalli pesanti, altrimenti le uova non si schiuderebbero nella mia acqua di rete, che contiene troppo zinco.
Gli acquariofili che ottengono continuamente bassi tassi di schiusa potrebbero provare ad usare un biocondizionatore.
Molti biocondizionatori contengono EDTA, che chela i metalli pesanti come rame, alluminio e zinco, rendendoli molto meno tossici per le uova e i naupli.

Contenitori

Aggiungo a delle comuni bottiglie da 2 litri un po’ di ghiaino per acquari con alcune conchiglie e gusci di ostrica per mantenere elevati i livelli di calcio.
Questi materiali, inoltre, aumentano la superficie su cui possono insediarsi i batteri, molti dei quali, come i batteri nitrificanti, vivono attaccati a delle superfici.
I materiali aggiunti non dovrebbero essere in strati spessi da creare zone anossiche nel fondo.

Raccolta

Sifono quanti naupli mi servono, quando mi servono. La luce li spinge a raggrupparsi in certe aree della bottiglia.
Per raccogliere un intero “lotto”, sifono fino in fondo, aspirando anche i sedimenti (un buon numero di naupli si aggrega sul fondo).

Dopo aver separato l’artemia con l’apposito setaccio e raccolto l’acqua in un contenitore, risciacquo i naupli con acqua di rubinetto, prima di metterli in una tazza con acqua dolce.
Da questa tazza, prelevo, con una pipetta, i naupli, che distribuisco nei vari acquari.
I gusci d’uovo sono relativamente inerti e non inquinano l’acquario, dunque non mi preoccupo troppo se qualche guscio rimane in mezzo ai naupli. (Mi fido nella capacità dei pesci di identificare un uovo da un invertebrato).

Prima di mettere l’artemia negli acquari, rimetto la bottiglia sotto aerazione; non lascio mai una bottiglia per troppo tempo senza aerazione poiché i batteri potrebbero morire.

Discussione

L’artemia è da tempo riconosciuta come un cibo dalle qualità superiori per gli avannotti, tant’è che gli allevatori, in tutto il mondo, non hanno ancora trovato un alimento migliore per le piccole aragoste, capesante, granchi, gamberi giganti del Pacifico e pesci d’acquario.

Poco conosciuto è il fatto che gli adulti e gli appena nati siano nutrizionalmente migliori dei naupli. Gli acquariofili vengono istruiti ad usare l’artemia appena dopo la schiusa; in 6-8 ore (a 26.5 °C) i naupli raggiungono lo stadio di sviluppo Instar II (NdT: Instar è uno stadio di sviluppo successivo a quello di nauplius) [8]. Non possono nutrirsi durante questo stadio e hanno speso notevoli energie per uscire dai gusci e nuotare. Nella Baia di San Francisco, lo stadio Instar II è stato osservato contenere il 27% in meno di energia rispetto allo stadio Instar I.
Questo spiega perché le cisti decapsulate (ovvero l’uovo privato del guscio), somministrate direttamente ai pesci, siano state causa, sperimentalmente e più volte, di crescita più veloce dei pesci, rispetto ai naupli [9, 10, 11].
L’alta concentrazione di HUFA (Higly Unsaturated Fatty Acids, Acidi Grassi Altamente Insaturi) nelle uova è ritenuta responsabile della superiorità, come alimento, delle cisti decapsulate. Altri vantaggi sono un costo di produzione minore e la minore dimensione (0.2 mm per le uova, contro 0.4 mm per i naupli), rendendo più facile il consumo per i piccoli avannotti [12]. Ciò detto, quando un pesce osservato in uno studio [9] ha ricevuto come nutrimento naupli e mangime commerciale, è cresciuto altrettanto bene (peso e produzione di uova) dei pesci che hanno ricevuto solo cisti decapsulate.

Poiché le uova di artemia non si schiudono tutte contemporaneamente, è virtualmente impossibile ottenere una produzione ottimale con i metodi convenzionali. Se si preleva troppo presto, molte uova non sono schiuse e quindi vanno perse; se si preleva troppo tardi, molti naupli hanno perso il loro valore nutrizionale.

Che fare? Nutrire l’artemia per alcuni giorni dopo la schiusa risolve il problema delle tempistiche del prelievo. Inoltre, il valore nutrizionale complessimo dell’artemia aumenta, poiché i naupli iniziano a nutrirsi.
Ad esempio, la concentrazione media delle proteine aumenta dal 42% dei naupli al 60% degli adulti [4].
Degli amminoacidi essenziali (istamina, metionina etc) sono assenti nei naupli ma presenti negli adulti [12].

Alcuni acquariofili dipingono l’acqua salata “stagionata” come potenziale causa di malattie nei pesci. Tuttavia, poiché i batteri hanno difficoltà nel passare la barriera osmotica tra acqua salata e dolce, l’artemia è meno probabile causa di malattie rispetto ad altri cibi vivi da acque dolci.

Anni fa, quando avevo meno pesci da nutrire, tenevo un lotto di artemia per 5-7 giorni in una bottiglia “stagionata” con acqua vecchia. Raccoglievo una piccola porzione di artemia ogni giorno e lasciavo il resto libero di crescere. Questo metodo ha funzionato molto bene. La rimozione giornaliera di alcuni invertebrati evitava che il contenitore diventasse sovrappopolato, cosicché al 5°-6° giorno mi ritrovavo comunque con una buona quantità di artemia.

Ora che sto allevando un gran numero di guppy, uso una bottiglia al giorno. L’artemia ha 3-4 giorni, ovvero il punto migliore per una buona crescita e sopravvivenza.

Dei ricercatori [13] hanno evidenziato che la popolazione di artemia, anche quando ben nutrita in quantità e qualità (crusca di riso), comincia a decrescere dopo 4-5 giorni. Questo periodo coincide con il completo assorbimento del sacco vitellino.

I ricercatori hanno ottenuto risultati migliori usando dei batteri come unica fonte di cibo. Apparentemente, non tutti i batteri funzionano. Il grafico mostra che l’artemia è cresciuta molto più in fretta quando alimentata con Pseudomonas, rispetto all’alimentazione con batteri del genere Vibrio.
Dopo 4 giorni, l’artemia alimentata con Pseudomonas ha avuto una crescita paragonabile a quella nutrita con crusca di riso – oltre il 90% di sopravvivenza. Al contrario, l’artemia non nutrita o nutrita con Vibrio era morta dopo 4.5 giorni. Probabilmente l’artemia cresce al meglio con una combinazione di fonti di cibo.

Gli stessi ricercatori hanno mostrato che serve del tempo affinché i batteri colonizzino l’ambiente dell’artemia. Al giorno 1, la popolazione di deliziosi Pseudomonas era insignificante. Dopo una settimana di allevamento di artemia, gli Pseudomonas costituivano il 20% della flora batterica e, dopo due settimane, il 90%.

Questo significa che è opportuno attendere per avere un’ottimale colonizzazione da parte dei micro-organismi. Ho osservato che le nuove bottiglie sono molto meno produttive delle vecchie, stagionate bottiglie.
La colonizzazione con batteri graditi richiede tempo – un po’ come l’attesa delle 3-4 settimane per lo sviluppo dei batteri nitrificanti nei filtri degli acquari appena allestiti.
Le microalghe, come le specie di Dunaliella, che costituiscono fino al 95% del fitoplancton nel Grande Lago Salato [1], richiedono tempi analoghi per la colonizzazione dei contenitori.

I batteri e le microalghe sono introdotte automaticamente nelle bottiglie facendo autostop sulle uova di artemia. Questi micro-organismi fanno parte dell’habitat naturale dell’artemia.
I ricercatori hanno mostrato una sopravvivenza molto maggiore dell’artemia allevata in acqua invecchiata rispetto a acqua di mare contenenti batteri da filtro biologico [14].

I naupli possono tollerare basssi livelli di ossigeno (2 ppm [15]) e sembrano pressoché immuni all’ammonio. La concentrazione letale (LC₅₀ dopo 24 ore) per ammonio e ammoniaca è superiore a 1000 ppm [16].
Tuttavia l’artemia è molto sensibile ai metalli pesanti. Sospetto che misere schiuse possano essere dovute ai metalli pesanti nell’acqua e non a uova di cattiva qualità. La tossicità dei metalli probabilmente spiega perché molti acquariofili non riescano proprio ad ottenere schiuse decenti in acqua salata appena preparata.
La mia acqua riciclata ha sufficiente DOC (Dissolved Organic Carbon, Carbonio Organico Dissolto), che chela i metalli e ne riduce la tossicità.

Il grafico mostra gli effetti di varie concentrazioni di zinco nella schiusa. La concentrazione di zinco sufficiente a bloccare il 50% delle schiuse è stata determinata attorno a 1 μM, ovvero 0.065 ppm.
La mia acqua di pozzo contiene 0.8 ppm di zinco – più di 10 volte; l’artemia non si schiude in acqua salata preparata partendo da questa acqua, a meno di non aggiungere un biocondizionatore che contenga un chelante (come l’EDTA).
Altri acquariofili hanno riportato tracce di rame nell’acqua di rete, spesso sufficiente ad impedire alle uova di artemia di schiudersi.

Le mie bottiglie possono procedere per molti mesi, producendo abbondante artemia. Ho tenuto da parte dell’acqua vecchia per oltre un anno prima di riutilizzarla; non riesco a pensare ad alcun motivo per buttarla.

Aggiungo cibo solo quando l’artemia sembra ne abbia bisogno o quando l’acqua diventa troppo limpida. Ho testato l’acqua salata in alcune delle mie bottiglie più vecchie e ho trovato ammonio in quantità non misurabile. Il pH è alcalino. La “Bottiglia Bilanciata dell’Artemia” è paragonabile all'”Acquario Bilanciato”: l’ingresso dei nutrienti (uova, cibo) è bilanciato dalla rimozione (artemia raccolta e sedimenti rimossi).

Le microalghe, alimentate da un’illuminazione adeguata, aumentano ulteriormente la stabilità dell’ecosistema rimuovendo ammonio, consumando la CO₂, mantenendo il pH elevato e producendo ossigeno.
L’ossigeno aggiunto evita che un sistema così ricco di nutrienti diventi anaerobico. Il fatto che le microalghe siano pure un cibo gradito dall’artemia è un bonus aggiuntivo, che mi ha spinto a posizionare le mie bottiglie sotto ad una buona fonte luminosa per 12 ore al giorno. Come le piante negli acquari, le microalghe collaborano per un ambiente più salubre.

I lettori non dovrebbero aspettarsi una produzione perfetta, ogni volta. Di tanto in tanto ottengo qualche risultato misero, ma il raccolto successivo dalla stessa bottiglia potrebbe essere fantastico.
Le bottiglie contengono batteri e microalghe, con popolazione in raddoppio ogni tot minuti o ore. Le bottiglie possono collassare velocemente, ma tanto velocemente possono recuperare.

Grazie al suo valore intrinesco come fonte di nutrienti per pesci allevati e invertebrati marini, la domanda (e il prezzo elevato) delle uova di artemia è in continuo aumento [18].
Gli acquariofili possono aiutarsi, imparando come usare in maniera frugale l’artemia e ottimizzando le condizioni di schiusa. Lasciar crescere i naupli per 3-4 giorni prima di usarli migliora la qualità dell’artemia come cibo vivo per i pesci d’acquario.

Riferimenti

Vorrei ringraziare Gerald Pottern, socio fondatore della Raleigh Aquarium Society – un’autorità sui cibi vivi, per il suo aiuto nella stesura del presente articolo.

1. Mohebbi F. 2010. The brine shrimp Artemia and hypersaline environments microalgal composition: a mutual interaction (Review). Int. J. Aquat. Sci. 1: 19-27.
2. Marques A et al. 2005. Effects of bacteria on Artemia franciscana cultured in different gnotobiotic environments. Appl. Environ. Microbiol. 71: 4307-4317.
3. Asil SM et al. 2012. The influence of light (intensity and duration) on the cysts hatching parameters and nauplii growth of Artemia urmiana (Günther 1890). World J. Zoology 1:60-64.
4. Noga EJ. 2010. Fish Disease: Diagnosis and Treatment. Wiley-Blackwell (Hoboken, NJ), p. 414.
5. Persoone G and Sorgeloos P. 1980. General aspects of the ecology and biogeography of Artemia. In: Persoone G et al (Eds). The Brine Shrimp Artemia (Vol 3). Universa Press (Wetteren, Belguim), p 36.
6. Dwivedi SN et al. 1980. Mass culture of brine shrimp under controlled conditions in cement pools at Bombay, India. In: Persoone G et al (Eds). The Brine Shrimp Artemia (Vol 3). Universa Press (Wetteren, Belguim), pp. 175-183.
7. Nambu Z, Tanaka S and Nambu F. 2004. Influence of photoperiod and temperature on reproductive mode in the brine shrimp, Artemia franciscana. J. Expt. Zoology 301A:542-46.
8. Dhert P et al. 1997. Possible applications of modern fish larviculture technology to ornamental fish production. Aquarium Sciences and Conservation 1: 119-128.
9. Tye M et al. 2014. Nonhatching decapsulated Artemia cysts as a replacement to Artemia nauplii in juvenile and adult zebrafish culture. Zebrafish DOI: 0.1089
10. Lim IC et al. 2002. Use of decapsulated Artemia cysts in ornamental fish culture. Aquaculture Research 33: 575-589.
11. Adewolu MA et al. 2009. Growth performance and survival of hybrid African catfish larvae (Clarias gariepinus X Heterobranchus bidorsalis) fed on different diets. The Zoologist 7: 45-51.
12. Malla S and Banik S. 2015 Production and application of live food organisms for freshwater ornamental fish larviculture. Adv. Biores. 6: 159-167.
13. Gorospe J and Nakamura K. 1996. Associated bacterial microflora in Artemia-rice bran culture. Israeli J. Aquaculture 48: 99-107.
14. Verschuere L et al. 1999. Microbial control of the culture of Artemia juveniles through preemptive colonization by selected bacterial strains. Appl. Environ. Microbiol. 65: 2527-33.
15. Bossuyt E and Sorgeloos P. 1980. Technological aspects of the batch culturing of Artemia in high density. In: Persoone G et al (Eds). The Brine Shrimp Artemia (Vol 2). Universa Press (Wetteren, Belguim), pp 55-82.
16. Chen, J-C, Chen K-J, and Liao J-M. 1989. Joint action of ammonia and nitrite on Artemia nauplii. Aquaculture 77: 329-36.
17. MacRae TH and Pandey AS. 1991. Effects of metals on the early life stages of the brine shrimp, Artemia: A developmental toxicity assay. Arch. Environ. Contam. Toxicol. 20: 247-52.
18. Lavens P and Sorgeloos P. 2000. The history, present status and prospects of the availability of Artemia cysts for aquaculture. Aquaculture 181: 397-40

 

Crediti

Immagine di copertina: By © Hans Hillewaert, CC BY-SA 4.0, https://commons.wikimedia.org/w/index.php?curid=9575694